Структурно-функциональные основы уникальной специфичности энтеропептидазы

Тип работы:
Диссертация
Предмет:
Биохимия
Страниц:
132


Узнать стоимость новой

Детальная информация о работе

Выдержка из работы

Важная роль в организме принадлежит высокоспецифическим протеиназам, которые имеют ограниченное' число физиологических субстратов, гидролизующихся по определенной пептидной связи. Примерами подобных фермент-субстратных пар являются ренин и ангиотензин, химозин и казеин, плазмепсин (аспартатная протеиназа из малярийного плазмодия) и гемоглобин, тромбин и фибриноген, энтеропептидаза и трипсиноген. В связи с развитием методов генной инженерии большое значение приобретает использование высокоспецифических протеиназ в качестве инструмента для точечнои расщепления химерных белков по определенной пептидной последовательности (линкеру), отвечающей специфичности соответствующей протеиназы. Подобные высокоспецифические протеиназы мы назвали & quot-белковыми рестриктазами& quot-.

Высокоспецифические протеиназы характеризуются сложной структурной организацией и содержат помимо каталитического и первичного субстрат-связывающего центра, многочисленные домены с определенными функциями& quot-. Изучение регуляции активности таких ферментов заключается в понимании сложного механизма, по которому удаленные друг от друга домены согласованно определяют высокую эффективность и селективность катализа.

Энтеропептидаза (энтерокиназа) (КФ 3.4. 21. 9) была открыта в 1899 году в лаборатории И. П. Павлова, который особо подчеркнул ее значение для организма [1, 2].

Энтеропептидаза — высокоспецифическая протеиназа процессинга -находится в начале каскада реакций активации проферментов пищеварительного тракта. Нарушение нормального течения этого каскада может приводить к преждевременной активации проферментов в поджелудочной железе, что, в свою очередь, приводит к тяжелейшему заболеванию панкреатиту.

В данной работе было проведено исследование особенностей структурном организации энтеропептидазы и ее ферментативных свойств методом субстратного анализа. Проанализированы как независимые свойства доменов, так и условия, при которых проявляется их взаимное влияние.

I. Литературный обзор

Выводы.

1. Исследован гидролиз ряда серий синтетических модельных субстратов и показано, что энтеропептидаза обладает способностью гидролизовать субстраты по связям, образованным карбоксильными группами остатков лизина или аргинина, если в положениях Р2-Р5 субстрата находится менее четырех отрицательно заряженных аминокислотных остатков.

2. Показано, что энтеропептидаза обладает протяженным вторичным центром, взаимодействующим с 6−7 аминокислотными остатками, расположенными по обе стороны от расщепляемой пептидной связи (РЗ/4-РЗ').

3. Установлено, что уникальные свойства энтеропептидазы обусловлен^ существованием трех субстрат-связывающих центров. При этом один из вторичных центров (S2) обуславливает специфичность, а другой вторичный центр (SII) -эффективность энтеропептидазного гидролиза. Одной из важных составляющих энтеропептидазного катализа является строгая иерархия субстрат-связывающих центров: взаимодействие обоих вторичных центров с субстратом возможно лишь при одновременном взаимодействии субстрата с первичным центром.

4. Исследован гидролиз синтетических субстратов энтеропептидазы и показано, что полноразмерные субстраты (п = 4) гидролизуются энтеропептидазой с лимитирующей стадией деацилирования (к2 > к3).

5. Показано, что ионы кальция активируют гидролиз полноразмерной энтеропептидазой субстратов с п = 4, ингибируя, одновременно, гидролиз субстратов с 1 < п < 4, что имеет важное значение для применения энтеропептидазы в процессинге химерных белков.

6. Высказано предположение о возможной физиологической роли кальций-зависимого автолиза энтеропептидазы как составной части общего защитного механизма от преждевременной активации трипсиногена, приводящей к панкреатиту.

Показать Свернуть

Содержание

Список сокращений

Введение 6 I. Литературный обзор

1.1. Локализация энтеропептидазы

1.2. Структура энтеропептидазы

1.3. Активация проэнтеропептидазы

1.4. Трипсиноген — физиологический субстрат энтеропептидазы 14 1.4.1 Структурные модификации в процессе активации трипсиногена

1.5. Специфичность энтеропептидазы

1.6. Использование энтеропептидазы для процессинга химерных белков

1.7. Вторичная специфичность сериновых протеиназ

1.8. & quot-Энтеропептидазный линкер& quot- -(Asp)4Lys- в составе природных ' белков

1.9. Роль ионов кальция в энтеропептидазном катализе

1.9.1. Кальций-зависимый автолиз энтеропептидазы

1.9.2. Эффект ионов кальция на энтеропептидазный гидролиз 32 II. Результаты и обсуждение

Глава 1. Структура и иерархия су’бстрат-связывающих центров энтеропептидазы 38 1.1 Первичная и вторичная специфичность энтеропептидазы в сравнении с трипсином

1.1.1. Первичная специфичность

1.1.2. Вторичная специфичность 41 1.2. Эффективность энтеропептидазы 51 1.2.1. Субстрат Z-Lys-S-Bzl 54 1.2. Модификация трипсина и трипсиногена для обнаружения доменов субстрата, взаимодействующих с SII-центром энтеропептидазы

1.2.2.1. ДФФ-трипсин

1.2.2.2. Ацетилированный трипсиноген

Глава 2. Особенности энтеропептидазного катализа

2.1. Лимитирующая стадия

2.2. Эффект ионов кальция

Глава 3. Пептидные субстраты как модели природных и искусственных белковых субстратов энтеропептидазы.

Кальций-зависимый автолиз энтеропептидазы

3.1. Гидролиз «неспецифических"субстратов энтеропептидазы как модель автолиза

3.2. N-концевые пептиды мутантных катионных трипсиногенов человека K23R и D22G

3.3. & quot-Неспецифический"- энтеропептидазный гидролиз белков

3.4. Потенциальные и экспериментально обнаруженные центры автолиза энтеропептидазы

3.5. Физиологическая роль кальций-зависимого автолиза трипсина и тяжелой цепи энтеропептидазы

III. Экспериментальная часть

1. Материалы

2. Методы

2.1. Очистка энтеропептидазы

2.2. Определение белка

2.3. Определение активности энтеропептидазы

2.4. Определение активности трипсина

2.5. Определение кинетических параметров гидролиза синтетических субстратов 10*

2.5.1. Определение кинетических параметров гидролиза Z-Lys-S-Bzl

2.5.2. Определение кинетических параметров гидролиза модельных пептидов

2.6. Изучения влияния ионов кальция на эффективность энтеропептидазного гидролиза

2.7. Определение лимитирующей стадии реакции «гидролиза ряда синтетических субстратов энтеропептидазой

2.8. Получение апо-формы полноразмерной энтеропептидазы и ее укороченной формы

2.9. Получение ДФФ-трипсина

2. 10. Получение ацетилированного трипсиногена

2. 10.1. Определение влияния ацетилированного трипсиногена на процесс активации трипсиногена энтеропептидазой

2. 10.2. Определение влияния ацетилированного трипсиногена на гидролиз GD4K-Nfa энтеропептидазой

2. 11. Гель-электрофорез

2. 12. Масс-спектрометрический анализ 114 Выводы 115 Список литературы

Список сокращений

BAPNA — а-Л^-бензоил-?> ?-аргинин 4-нитроанилид- BPTI — основной панкреатический трипсиновый ингибитор быка- GD4K-Nfa — /?-нафтиламид глицил-тетра-?-аспартил-/,-лизина- Gdn-Bz-OMum — 4'-гуанидинобензоат 4-метилумбеллифериловый эфир- Gdn-Bz-ONp — 4'-гуанидинобензоат 4-нитрофениловый эфир- GPCR — суперсемейство интегральных семидоменных мембранных рецепторов, сопряженных с G-белками-

HEPES — Лг-2-гидрокси-этилпиперазин-Лг-этансульфоновая кислота-

OG — «-октил-/?-?> -глюкопиранозид-

ОМе — метиловый эфир-

PAR — активируемый протеиназой рецептор-

PrA-D4K-P26 — химерный белок, содержащий в качестве носителя модифицированный белок А, а в качестве целевого продукта — рековерин- STI — ингибитор трипсина из бобов сои- TFA — трифторуксусная кислота- TLCK — УУ-тозил-Х-лизин хлорметилкетон- Tris — трис (гидроксиметил)аминометан-

Z-Lys-S-Bzl — тиобензиловый эфир а-//-бензоилоксикарбонил-1-лизина-

ДМСО — диметилсульфоксид-

ДТДП — 4,4'-дитиодипиридин-

ДФФ — диизопропилфторфосфат-

ЭДТА — этилендиаминтетраацетат.

Список литературы

1. Schepowalnikov, N.P. (1902) Die O. Physiologie des Darmsaftes. Jahresbericht ubcr die Fortschritte der Thierchemie, 29, P. 378−380-

2. Pavlov I.P. (1902) The Work of the Digestive Glands, Charles Griffin, London, 1 st Ed-

3. Maroux, S., Baratti, J., Desnuelle, P. (1971) Purification and specificity of porcine enterokinase. J. Biol. Chem. V. 246, P. 5031−5039-

4. Davie, E.W., Neurath, H. (1955) Identification of a peptide released during autocatalytic activation of trypsinogen. J. Biol. Chem. V. 212, P. 515−529-

5. Yamashina, I. (1956) Acta Chem. Scand. V. 10, P. 739−743-

6. Iladorn, В., Tarlow, M.J., Lloyd, J.K., Wolff, O.H. (1969) Intestinal enterokinase deficiency. Lancet. i, 812−813-

7. Haworth, J.C., Gourley, В., Hadorn, В., Sumida, C. (1971) Malabsorption and growth failure due to intestinal enterokinase deficiency. J. Pediator. V. 78, P. 481−490-

8. Hermon-Taylor, J., Perrin, J., Grant, D.A.W., Appleyard, A., Magee, A.I. (1977) Immunofluorescent localization of enterokinase in human small intestine. Gut. V. 18, P. 259−265-

9. Lojda, Z., Gossrau, R. (1983) Ilistochemical demonstration of enteropeptidase activity. New method with a synthetic subsrate and its comparison with the trypsinogen procedure. Histochemistry, V. 78, P. 251−270-

10. Miyoshi, Y., Onishi, Т., Sano, Т., Komi, N. (1990) Monoclonal antibody against human enterokinase and immunohistochemical localization of the enzyme. Gastroenterol. Jpn. V. 25, P. 320−327-

11. Ugolev, A.M., De Laey, P. (1973) Membrane digestion. A concept of enzyme hydrolysis on cell membranes. Biochem. Biophys. Acta, V. 300, P. 105−128-

12. Liepnieks, J.J., Light, A. (1979) The preparation and properties of bovine enterokinase. Biol. Chem. V. 254, P. 1677−1683-

13. Baratti, J., Maroux, S., Louvard, D., Desnuelle, P. (1973) On porcine enterokinase. Further purification and some molecular properties. Biochim. Biophys. Acta. V. 315, P. 147−161-

14. Grant, D.A.W., Hermon-Taylor, J. (1976) The purification of human enterokinase by affinity chromatography and immunoadsorption. Some observations on it< �����������������������������������

��ght, A., Fonseca, P. (1984) The preparation and properties of the catalytic subunit of bovine enterokinase. J. Biol. Chem. V. 259, P. 13 195−13 198-

16. Kitamoto, Y., Yuan, X., Wu, Q., McCourt, D.W., Sadler, J.E. (1994) Enterokinase, the initiator of intestinal digestion, is a mosaic protease composed of a distinctive assortment of domains, Proc. Natl. Acad. Sci. USA V. 91, P. 7588−7592-

17. Hartley, B.S., Kauffman, D.L. (1966) Corrections to the amino acid sequence*of bovine chymotrypsinogen A. Biochem. J. V. 101, P. 229−231-

18. Brown, J.R., Hartley, B.S. (1966) Location of disulphide bridges by diagonal paper electrophoresis. The disulphide bridges of bovine chymotrypsinogen A. Biochem. T. V. 101, P. 214−228-

19. Lu, D., Futterer, K., Korolev, S., Zheng, X., Tan K., Waksman, G., Sadler, J.E. (1999) Crystal structure of enteropeptidase light chain complexed with an analog of the trypsinogen activation peptide. J. Mol. Biol. V. 292, P. 361−373-

20. Yuan, X., Zheng, X.L., Lu, D.S., Rubin, D.C., Pung, C.Y.M., Sadler, J.E. (1998) Structure of murine enterokinase (enteropeptidase) and expression in small intestine during development. Am. J. Physiol. V. 37, G342-G349-

21. Krem, M.M., Di Cera, E. (1998) Conserved water molecules in the specificity pocket of serine proteases and the molecule mechanism of Na+ binding. Proteins: Struct. Funct. Genet. V. 30, P. 34−42-

22. Sudhof, T.C., Goldstein, J.L., Brown, M.S., Russell, D.W. (1985) The LDL receptor gene: a mosaic of exons shared with different proteins. Science, V. 228, P. 815 822-

23. Johnson, G.D., Flersh, L.B. (1992) Cloning a rat meprin cDNA reveals the enzyme is a heterodimer. J. Biol. Chem. V. 267, P. 13 505−13 512-

24. Takagi, S., Ilirata, Т., Agata, K., Mochii, M., Eguchi, G., Fujisawa, H. (1991) The A5 antigen, a candidate for the neuronal recognition molecule, has homologies to complement components and coagulation factors. Neuron. V. 7, P. 295−307-

25. Leytus, S.P., Kurachi, K., Sakariassen, K.S., Davie, E.W. (1986) Nucleotide sequence of the cDNA coding for human complement Clr. Biochemistry, V. 25, P. 48 554 863-

26. Shimell, M.J., Ferguson, E.L., Childs, S.R., O’Connor, M.B. (1991) The Drosophila dorsal-ventral patterning gene tolloid is related to human bone morphogenetic protein 1. Cell, V. 67, P. 469−481-

27. Mikhailova, A.G., Rumsh, L.D. (1999) Autolysis of bovine enteropeptidase heavy chain: evidence of fragment 118−465 involvement in trypsinogen activation. FEBS Lett. V. 442, P. 226−230-

28. Kitamoto, Y., Veile, R.A., Donis-Keller, II., Sadler, J.E. (1995) cDNA sequence and chromosomal localization of human enterokinase, the proteolytic activator of trypsinogen. Biochemistry, V. 34, P. 4562−4568-

29. Mikhailova, A.G., Rumsh, L.D. (1998) Bioorgan. Khim., V. 24, P. 282−287-

30. Lu, D., Yuan, X., Zheng, X., Sadler, J.E. (1997) Bovine proenteropeptidase is activated by trypsin, and the specificity of enteropeptidase depends on the heavy chain. J. Biol. Chem. V. 272, P. 31 293−31 300-

31. Zamolodchikova, T.S., Sokolova, E.A., Lu, D., Sadler, J.E. (2000) Activation of recombinant proenteropeptidase by duodenase. FEBS Lett. V. 466, P. 295−299-

32. Лихарева, B.B., Васьковский, Б.В., Шепель, Н.Э., Гаранин, С.К., Михайлова, А.Г., Румш, Л.Д. (2003) Новые субстраты энтеропептидазы. I. Биологически активные гепта-нонапептиды. Биоорган, химия, Т. 29, С. 129−134-

33. Abita, J.P., Delaage, М., Lazdunski, М., Savrda, J. (1969) The mechanism of activation of trypsinogen. The role of the N-terminal aspartyl residues. Eur. J. Biochem. V. 8, P. 314−324-

34. Lee, K.J., Kang, S.G., Kim, I.S. (1998) Streptomyces exfoliates and S. albidoflavus. Pp. 21−22 in Barret, A.J., Rawlings, N.D., Woessner, J.F., eds. Handbook of Proteolytic Enzymes. Academic Press, London-

35. Chen, J. -M., Kukor, Z., Le Marechal, C., Toth, M., Tsakiris, L., Raguenes, O., Ferec, C., Sahin-Toth, M. (2003) Evolution of Trypsinogen Activation Peptides. Mol. Biol. Evol. Epub ahead of print. -

36. Craik, C.S., Largman, C., Fletcher, Т., Roczniak, S., Barr, P.J., Fletterick, P., Rutter, W.J. (1985) Redesigning trypsin: alteration of substrate specificity. Science, V. 228, P. 291−297-

37. Briand, L., Chobert, J.M., Tauzin, J., Declerck, N., Leonil, J., Molle, D., Tran, V., Haertle, T. (1997) Regulation of trypsin activity by Cu2+ chelation of the substrate binding site. Protein Eng. V. 10, P. 551−560-

38. Fehlhammer, II., Bode, W., Huber, R. (1977) Crystal structure of bovine trypsinogen at 1.8 A resolution. Crystallographic refinement, refined crystal structure and comparison with bovine trypsin. J. MoL Biol. V. Ill, P. 415−438-

39. Iledstrom, L., Lin, T.Y., Fast, W. Hydrophobic interactions control zymogen activation in the trypsin family of serine proteases. (1996) Biochemistry, V. 35, P. 451*23-

40. Fonseca, P., Light, A. (1983) The purification and characterization of bovine enterokinase from membrane fragments in the duodenal mucosal fluid. Biol. Chem. V. 258. P. 14 516−14 520-

41. Light, A., Savithri, U.S., Liepnieks, J.J. (1980) Specificity of bovine enterokinase toward protein substrates. Anal. Biochem. V. 106, P. 199−206-

42. Шибанова, Е.Д., Михайлова, А.Г., Александров, С.Л., Румш, Л.Д. (2000) Биоорган, химия Т. 26, С. 522−529-

43. Bricteux-Gregoire, S., Schyns, R., Florkin, M. (1972) Phylogcny of trypsinogen activation peptides. Сотр. Biochem. Physiol. V. 42B, P. 23−39-

44. Light, A., Janska, H. (1989) Enterokinase (enteropeptidase): comparative aspects. Trends Biochem. Sci. V. 14, P. 110−112-

45. Uegaki, K., Nemoto, N., Shimizu, M., Wada, Т., Kyogoku, Y., Kobayashi, Y. (1996) 15N labeling method of peptides using a thioredoxin gene fusion expression system: an application to ACTH-(l-24).' FEBS Lett. V. 379, P. 47−50-

46. Mutt, V., Tatemoto, K., Carlquist, M., Light, A. (1981) Cleavage of eholecystokinin with enterokinase. Bioscience Rep. V. 1, P. 651−659-

47. Safi, W., Maiorano, J.N., Davidson, W.S. (2001) A proteolytic method for distinguishing between lipid-free and lipid-bound apolipoprotein A-I. J. Lipid Res. V. 42, P. 864−872-

48. Agnihotri, R., Crawford, П.С., Наго, II., Matrisian, L.M., Havrda, M.C., Liaw, L. (2001) Osteopontin, a novel substrate for matrix metalloproteinase-3 (stromelysin-1) and matrix metalloproteinase-7 (matrilysin). J. Biol. Chem. V. 276. P. 28 261−28 267-

49. Baratti, J., Maroux, S. (1976) On the catalytic and binding sites of porcine enteropeptidase. Biochim. Biophis. Acta. V. 452, P. 488−496-

50. Emi, M., Nakamura, Y., Ogawa, M., Yamamoto, Т., Nishide, Т., Mori, Т., Matsubara, K. (1986) Cloning, characterization and nucleotide sequences of two cDNAs encoding human pancreatic trypsinogens. Gene, V. 41, P. 305−310-

51. Icho Т., Wickner R.B. (1988) The MAK11 protein is essential for cell growth and replication of M double-stranded RNA and is apparently a membrane-associated protein. J. Biol. Chem. V. 263, P. 1467−1475-

52. Bennett D.E., McCreary C.E., Coleman D.C. (1998) Genetic characterization of a phospholipase С gene from Candida albicans: presence of homologous sequences in Candida species other than Candida albicans. Microbiology, V. 144, P. 55−72-

53. Theologis, A., Ecker, J.R., Palm, C.J., Federspiel, N.A., Kaul, S., White, O. ,

54. Bang, D.D., Verhage, R., Goosen, N., Brouwer, J., de Putte, P. (1992) Molecular cloning of RAD 16, a gene involved in differential repair in Saccharomyces cerevisiae. Nucleic Acids Res. V. 20, P. 3925−3931-

55. Titani, K., Ericsson, L. II., Neurath, II., Walsh, K.A. Amino acid sequence of dogfish trypsin. (1975) Biochemistry, V. 14, P. 1358−1366-

56. Hermodson, M.A., Туе, R.W., Reeck, G.R., Neurath, II., Walsh, K.A. (1971) Comparison of the amino terminal sequences of bovine, dogfish, and Iungfish trypsinogens. FEBS Lett. V. 14, P. 222−224-

57. Lovgren, J., Tians, S., Lundwall, А., Karp, M., Lilja, II. (1999) Production and activation of recombinant hK2 with propeptide mutations resulting in high expression levels. Eur. J. Biochem. V. 266, P. 1050−1055-

58. Franklin, K., Clarke, A.J. (2001) Overexpression and characterization of the chromosomal aminoglycoside 2'-N-acetyltransferase of Providencia stuartii. Antimicrob. Agent Chemother. V. 45, P. 2238−2244-

59. Xiong, A., Singh, V.K., Cabrera, G., Jayaswal, R.K. (2000) Molecular characterization of the ferric-uptake regulator, fur, from Staphylococcus aureus. Microbiology, V. 146, P. 659−668-

60. Einhauer, A., Jungbauer, A. (2001) The FLAG peptide, a versatile fusion tag for the purification of recombinant proteins. J. Biochrm. Biophys. Methods, V. 49, P. 455 465-

61. Farrell, P.J., Behie, L.A., Iatrou, K. (2000) Secretion of cytoplasmic and nuclear proteins from animal cells using novel secretion modules. Proteins, V. 41, P. 144 153-

62. Matthey, В., Engert, A., Klimka, A., Diehl, V., Barth, S. (1999) A new series of pET-derived vectors for high efficiency expression of Pseudomonas exotoxin-based fusion proteins. Gene, V. 229, P. 145−153-

63. Oh, G. I I., Mahm, M.S., Chung, B.H. (1999) Use of carboxypeptidase V propeptide as a fusion partner for expression of small polypeptides in Escherichia coll. Protein Expr. Purif. V. 17, P. 428−434-

64. Yin, H.S., Shien, J.H., Lee, L.H. (2000) Synthesis in Escherichia coli of avian reovirus core protein varsigmaA and its dsRNA-binding activity. Virology, V. 266, P. 33−41-

65. Takagi, S., Sumi, S., Aoike, M., Sakaguchi, N., Itoh, Y., Jin, D., Matsumura, E., Miyazaki, M. (2000) Characterization of recombinant human chymase expressed in Escherichia coli. Jpn. J. Phzrmzcol. V. 82, P. 144−149-

66. Furumoto, Т., Hata, S., Izui, K. (1999) cDNA cloning and characterization of maize phosphoenolpyruvate carboxykinase, a bundle sheath cell-specific enzyme. Plan* Mol. Biol. V. 41, P. 301−311-

67. Nakashima, A., Mori, K., Nagatsu, Т., Ota, A. (1999) Expression of human tyrosine hydroxylase type I in Escherichia coli as a protease-cleavable fusion protein. Short communication. J. Neural. Transm. V. 106, P. 819−824-

68. Esipov, R.S., Gurevich, A.I., Kaiushin, A.L., Korosteleva, M.D., Miroshnikov, A.I., Shevchenko, L.V., Grishin, E.V. (1997) Bioorg. Khim. V. 23, P. 949 952-

69. Kromer, W.J., Carafoli, E" Bailey, J.E. (1997) Purification of the cardi? c sarcoplasmic reticulum membrane protein phospholamban from recombinant Escherichia coli. Eur. J. Biochem. V. 248, P. 814−849-

70. Nimmesgern, E., Black, J., Futer, O., Fulghum, J.R., Chambers, S.P., Brummel, C.L., Raybuck, S.A., Sintchak, M.D. (1999) Biochemical analysis of the modular enzyme inosine 5'-monophosphate dehydrogenase. Protein Expr. Purif. V 17, P. 282−289-

71. Svetina, M. (2000) Expression of catalytic subunit of bovine enterokinase in the filamentous fungus Aspergillus niger. J. Biotechnol., V. 76, P. 245−251-

72. Choi, S.I. Song, II.W., Moon, J.W., Seong, B.L. (2001) Recombinant enterokinase light chain with affinity tag: expression from Saccharomyces cerevisiae and its utilities in fusion protein technology. Biotechnol. Bioeng., V. 75, P. 718−724-

73. Gasparian, M.E., Ostapchenko, V.G., Schulga, A.A., Dolgikh, D.A., Kirpichnikov, M.P. (2003) Expressipn, purification and characterization of human enteropeptidase catalytic subunit in Escherichia coli. Protein. Expr. Purifi, V. 31, P. 133 139-

74. Chubet, R.G., Brizzard, B.L. (1996) Vectors for expression and secretion of FLAG epitope-tagged proteins in mammalian cells. BioTechniques, V. 20, P. 136−141-

75. Fiedler, F. (1987) Effects of secondary interactions on the kinetics of peptide and peptide ester hydrolysis by tissue kallikrein and trypsin. Eur. J. Biochem., V. 163, P. 303−312-

76. Hedstrom, L. (2002) Serine protease mechanism and specificity. Chem. Rev., V. 102, P. 4501−4523-

77. Pozsgay, M., Szabo, G., Bajusz, S., Simonsson., R., Gaspar, R., and Elodi, P. (1981) Investigation of the substrate-binding site of trypsin by the aid of tripeptidyl-p-nitroanilide substrates. Eur. J. Biochem. V. 115, P. 497−502-

78. Kurth, Т., Grahn, S., Thormann, M., Ullman, D., Hofmann, H. -J., Jakubke, H. -D., Hedstrom, L. (1998) Engineering the SI' subsite of trypsin: design of a protease which cleaves between dibasic residues. Biochemistry, V. 37, P. 11 434−11 440-

79. Kurth, Т., Ullman, D., Jakubke, II. -D., Hedstrom, L. (1997) Converting trypsin to chymotrypsin: structural determinants of SI1 specificity. Biochemistry, P. 10 093-' 10 104-

80. Grahn, S., Kurth, Т., Ullman, D., Jakubke, H. -D. (1999) S' subsite mapping of serine proteases based on fluorescence resonance energy transfer. Biochim. Biophys. Acta, V. 1431, P. 329−337-

81. Schellenberger, V., Turck, C.W., Hedstrom, L., Rutter, W.J. (1993) Mapping the S' subsites of serine proteases using acyl transfer to mixtures of peptide nucleophiles Biochemistry, V. 32, P. 4349−4353−3

82. Bizzozero, S.A., and Dutler, II. (1987) Comparative specificity of porcine pancreatic kallikrein and bovine pancreatic trypsin. Importance of interactions N-terminal to the scissible bond. Arch. Biochem. Biophys., V. 256, P. 662−676-

83. Reyda, S., Sohn, Ch., Kiebe, G., Rail, K., Ullman, D., Jakubke, II. -D., and Stubbs, M.T. (2003) Reconstructing the binding site of factor Xa in trypsin reveals ligand-induced structural plasticity. J. Mol. Biol. V. 325, P. 963−977-

84. Ilosfield, Т., and Lu, Q. (1999) Influence of the amino acid residue downstream of (Asp)4Lys on enterokinase cleavage of a fusion protein. Anal. Biochem., V. 269, P. 10−16-

85. Dery, O., Corvera, C.U., Steinhoff, M., Bunnett, N.W. (1998) Proteinase-activated receptors: novel mechanisms of signaling by serine proteases. Am. J. Physiol., V. 274, P. 1429−1452-

86. Hollenberg, M.D. (2002) International Union of Pharmacology. XXVIII. Proteinase-activated receptors. Pharmacol. Rev., V. 54, P. 203−217-

87. Kawabata, A. (2003) Gastrointestinal functions of proteinase-activated receptors. Life Sci., V. 74, P. 247−254

88. Coughlin, S.R. (2000) Thrombin signalling and protease-activated receptors. Nature, V. 407, P. 258−264-- *

89. Coughlin, S.R. (2002) Protease-activated receptors in the cardiovascular system. Cold Spring Harb. Symp. Quant. Biol., V. 67, P. 197−208-

90. Лихарева, B.B., Михайлова, А.Г., Румш, Л.Д. (2002) Гидролгз энтеропептидазой неспецифических (модельных) пептидных последовательностей и возможная физиологическая роль этого явления. Вопр. мед. химии, Т. 48, С. 561−569-

91. Likhareva, V.V., Mikhailova, A.G., Vaskovsky, B.V., Garanin, S.K., Rumsh', L.D. (2002) Synthetic model and bioactive peptides as potential substrates for enteropeptidase. Letters in Peptide Science, V. 9, P. 71−76-

92. Михайлова А. Г., Лихарева В. В., Васьковский Б. В., Гаранин С. К., Оноприенко Л. В., Прудченко И. А., Чикин Л. Д., Румш Л. Д. (2004) Исследование вторичной специфичности энтеропептидазы в сравнении с трипсином. Биохимия, Т. 69, С. 118−119-

93. Grant, D.A.W., Hermon-Taylor, J. (1979) Hydrolysis of artificial substrates by enterokinase and trypsin and the development of a sensitive specific assay for enterokinase in serum. Biochim. Biophis. Acta. V. 567, P. 207−215- •"

94. McCutcheon, A.D. (2000) Neurological damage and duodenopancreatic reflux in the pathogenesis of alcoholic pancreatitis. Arch. Surg., V. 135, P. 278−285-

95. Miyata, S. (1999) Expression of trypsin in human cancer cell lines and cancer tissues and its tight binding to soluble form of Alzheimer amyloid precursor protein in culture. J. Biochem., V. 125, P. 1067−1076-

96. Dijkstra, B.W., Drenth, J., Kalk, K.H. (1981) Active site and catalytic mechanism of phospholipase A2. Nature, V. 289, P. 604−606-

97. Pieterson, W.A., Volverk, J.J., De Haas, G.H. (1974) Interaction of phospholipase A2 and its zimogen with divalent metal ions. Biochemistry, V. 13, P. 14 391 445-

98. Slotboom, A.J., Jansen, E.H.J.M., Vlijm, H., Pattus, F. (1978) Ca2+binding to porcine pancreatic phospholipase A2 and its function in enzyme-lipid interaction. Ibid. V. 17, P. 4593−4600-

99. Matthews, B.W., Weaver, L. I I., Kester, N.R. (1974) The conformation of thermolysin. J. Biol. Chem. V. 249, P. 8030−8044-

100. Fontana, A., Vita, C., Boccu, E., Veronese, F.M. (1977) A fluorimetric study of the role of calcium ions in the stability of thermolysin. Biochem. V. 165, P. 539−545-

101. Bode, W., Schawager, P. (1975) Refined crystal structure of bovine (3-trypsin at 1.8 A resolution. II. Crystallographic refinement, calcium binding site, benzamidinc binding site, and active site at pH 7.0. J. Biol. Chem. V. 98, P. 693−717-

102. Epstein, M., Levitzki, A., Reuben, J. (1974) Binding of lantanides and of divalent metal ions to porcine trypsin. Biochem. V. 13, P. 1777−1782-

103. Cohen, G. II., Silverton, E.W., Davies, D.R. (1981) Refined crystal structure of y-chymotrypsin at 1.9 A resolution: Comparison with other pancreatic serine proteases. J. Biol. Chem. V. 148, P. 449−479-

104. Пермяков E.A., Кальцийсвязывающие белки. M.: Паука, 1993. С. 15−27-

105. Delaage, М., Abita J.P., Lazdunski М. (1986) Physico-chemical properties of bovine chymotrypsinogen B: A comparative study with trypsinogen and chymotrypsinogen A. Europ. J. Biochem. V. 5, P. 285−293-

106. Barns, R.J., Elmslie, R.G. (1974) The active site of porcine enteropeptidase. Selective inactivation of the peptidase activity. Biochim. Biophis. Acta. V. 350, P. 495 498-

107. Anderson, L.E., Walsh, K.A., Neurath, H. (1977) Bovine enterokinase. Purification, specificity, and some molecular properties. Biochemistry. V. 16, P. 33 543 360-

108. Baratti, J., Maroux, S., Louvard, D. (1973) Effect of ionic strength and calcium ions on the activation of trypsinogen by enteroknase. Biochim. Biophis. Acta. 321, P. 632 638-

109. Magee, A.I., Grant, D.A.W., Hermon-Taylor, J. (1981) Further studies on the subunit structure and oligosaccharide moiety of human enterokinase. Clin. Chim. Acta V. 115, P. 241−254-

110. Mikhailova, A.G., Evtyukova, N.G., Chupova, L.A., Rumsh, L.D. (1998) Vopr. Med. Khim. V. 44, P. 338−346 (in Russia) —

111. Mikhailova A.G., Rumsh L.D. (2000) Enteropeptidase: Structure, Function, and Application in Biotechnology, Appl. Biochem. Biotechnol. V. 88, P. 159−174-

112. Barns, R.J., Howe, L.A., Elmslie, R.G. (1973) The effects of Ca2+ on procirs enteropeptidase activity. Biochim Biophys Acta., V. 321, P. 624−631-

113. Rindcrknecht, II., Engeling, E.R., Bunnell, M.J., Geokas, M.C. (1974) A sensitive assay for human enterokinase and some properties of the enzyme. Clin Chim Acta., V. 54, P. 145−160-

114. Delaage, M., Desnuelle, P., Lazdunski, M., Bricas, E., Savrda, J. (1969) On the activation of trypsinogen. A study of peptide models related to the N-terminal sequence of the zymogen. Biocem. Biophys. Res. Commun., V. 29, P. 235−240-

115. Bode, W., Schawager, P. (1975) Refined crystal structure of bovine P-trypsin at 1.8 A resolution. II. Crystallographic refinement, calcium binding site, benzamidine binding site, and active site atpH 7.0. J. Biol. Chem. V. 98, P. 693−717-

116. Cliffe S.G.R., Grant, D.A.W (1981) Calcium-binding constants of trypsin and trypsinogen. Biochem. J., V. 193, P. 655−658- ,

117. Gomez, J.E., Birnbaum, E.R., and Darnall, D. (1974) The metal ion acceleration of the conversion of trypsinogen to trypsin. Lanthanide ions as calcium ion substitutes. Biochemistry, V. 13, P. 3745−3750-

118. Hedstrom, L., Szilagui, L., and Rutter, W. (1992) Converting trypsin to chymotrypsin: the role of surface loops. Science, 255, 1249−1253-

119. Hedstrom, L., Perona, J.J., and Rutter, W. (1994) Converting trypsin to chymotrypsin: residue 172 is a substrate specificity determinant. Biochemistry, 33, 87 578 763-

120. Perona, J.J., Tsu, Ch.A., Craik, Ch.S., Fletterick, R.J. (1993) Crystal structuresof rat anionic trypsin complexed with the protein inhibitors APPI and BPTI. J. Mol. Biol. 230,919−933-

121. Торчинский Ю. М. Сера в белках. Наука. 1977, стр. 131-

122. Green, G.D., and Shaw, Е. (1979) Thiobenzyl benzyloxycarbonyl-L-Iysinate, substrate for a sensitive colorimetric assay for trypsin-like enzymes. Anal. Biochem., 93, 223−226-

123. Pal, G., Patty, A., Antal, J., Graf, L. (2004) Mutant rat trypsin selectively cleaves tyrosyl peptide bonds. Anal. Biochem., 326, 190−199-

124. Robinson, N.C., Neurath, II., Walsh, K.A. (1973) The relation of the -amino group of trypsin to enzyme function and zymogen activation. Biochemistry, 12, 420−425-

125. Kay, J., Kassel, B. (1971) The autoactivation of trypsinogen. J. Biol. Chem., 246, 6661−6665-

126. Shibanova, E., Alexandrov, S., Miroshnikov, A. (2000) Prot. Pept. Lett., V. 7, P. 43−48-

127. Zerner, В., Bender, M.L. (1964) The kinetic consequences of the acyl-enzyme mechanism for the reactions of specific substrates with chymotrypsin. J. Amer. Chem. Soc., V. 86, P. 3669−3674-

128. Zerner, В., Bond, R.P.M., Bender, M.L. (1964) Kinetic evidence for the formation of acyl-enzyme intermediates in the a-chymotrypsin-catalyzed hydrolysis of specific substrates. J. Amer. Chem. Soc., V. 86, P. 3674−3679-

129. Bender, M.L., Clement, G.E., Gunter, C.R., Kezdy, F.J. (1964) The kinetics of a-chymotrypsin reactions in the presence of added nucleophiles. J. Amer. Chem. Soc., V. 86, P. 3697−3703-

130. Hinberg, I., Laidler, K.J. (1972) The kinetics of reactions catalyzed by alkaline phosphatase: the effects of added nucleophiles. Can. J. Biochem., V. 50, P. 13 601 368-

131. Savithri, U.S., Light, A. (1980) Retention of enzymatic activity of bovine enterokinase after a limited reduction of disulfide bonds. Biochem Biophys Res Commun, V. 94, P. 360−365-

132. Hofmann, Т., Hodges, R.S. (1982) A new chromophoric substrate for penicillopepsin and other fungal aspartic proteinases. Biochem.J., V. 203, P. 603−610-

133. Mikhailova, A.G., Vorotyntseva, T.I., Bessmertnaya, L. Ya., and Antonov, V.K. (1984) Biochemistry (Moscow), 49, 1483−1487-

134. Teich, N., Ockenga, J., Hoffmeister, A., Manns, M., MUssner, J., Keim, V. Chronic pancreatitis associated with an activation peptide mutation that facilitates trypsin activation. (2000) Gastroenterol., V. 119, P. 461−465-

135. Roach, J.C., Wang, K., Gan, L., Hood, L. (1997) The molecular evolution of the vertebrate trypsinogens. J. Mol. Evol., 45, 640−652-

136. Ferec, C., Raguenes, O., Salomon, R. (1999) Mutation in the cationic trypsinogen gene and evidence for genetic heterogeneity in hereditary pancreatitis. J. Me6 Genet., V. 36, P. 228−232-

137. Sahin-Toth, M., Toth, M. '(2000) Gain-of-function mutations associated with hereditary pancreatitis enhance autoactivation of human cationic trypsinogen. Biochem. Biophys. Res. Commun., V. 278, P. 286−289-

138. Maroux, S., Desnuelle, P. (1969) On some autolyzed derivatives of bovine trypsin. Biochim. Biophys. Acta, V. 181, P. 59−72-

139. Varallyay, E., Pal, G., Patty, A., Szilagyi, L., Graf, L. (1998) Two mutations in rat trypsin confer resistance against autolysis. Biochem. Biophys. Res. Com. V. 243, P. 56−60-

140. Whitcomb, D.C. (1999) The First International Symposium on Hereditary Pancreatitis. Pancreas, V. 18, P. 1−12-

141. Sahin-Toth, M., Graf, L., Toth, M. (1999) Trypsinogen stabilization by mutation Argl 17~> His: a unifying pathomechanism for hereditary pancreatitis? Biochem. Biophys. Res. Commun., V. 264, P. 505−508-

142. March, S.C., Parikh, I., Cuatrecasas, P. (1974) simplified method for cyanogen bromide activation of agarose for affinity chromatography. Anal. Biochem., V. 60, P. 149' 152-

143. Кудрявцева, H.E., Жигис, Л.С., Зубов, В.Г., Вульфсон, A. I I., Мальцев, Л.В., Румш, Л.Д. // Khim. Pharm. Zh. 1995. v. 1, p. 61−63 (in Russian) —

144. Bradford, M. (1976) A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal Biochem., V. 7, P. 248−254-

145. Eisenthal, R., Cornish-Bowden, A. (1974) The direct linear plot. A new graphical procedure for estimating enzyme kinetic parameters. Biochem. J., V. 139, P. 715 720-

146. Laemmli, U.K. (1970) Cleavage of structural proteins during the assembly of head of bacteriofage T4, Nature 227, 680−685-

147. Damerval, С. et al. (1987) A simplification of Henkeshoven and Dernick’s silver staining of proteins, Electrophoresis 8, 158−159-

Заполнить форму текущей работой