Взаимодействие полиалкиленоксидов с компонентами клеточных мембран

Тип работы:
Диссертация
Предмет:
Высокомолекулярные соединения
Страниц:
153


Узнать стоимость новой

Детальная информация о работе

Выдержка из работы

Амфифильные полиалкиленоксиды, в частности, блок-сополимеры этиленоксида (ЭО) и пропиленоксида (ПО) состава (ЭО)ту2(ПО)п (ЭО)т/2, называемые также плюрониками, являются хорошо известными малотоксичными поверхностно-активными соединениями, нашедшими широкое применение в медицине и фармакологии [1]. Сравнительно недавно было обнаружено, что при введении противоопухолевых антибиотиков антрациклинового ряда, таких как доксорубицин, фарморубицин и дауномицин, совместно с небольшими дозами плюроников, терапевтическая активность лекарства заметно усиливается. Это влияние сополимеров особенно заметно на опухолях, проявляющих множественную лекарственную устойчивость (MDR) [2].

Эта устойчивость, то есть возрастание необходимой токсической концентрации антибиотика, возникает при длительном лечении опухолей с помощью химиотерапии [3]. Она обусловлена возникновением и активацией множества защитных механизмов клетки, направленных на понижение внутриклеточной концентрации лекарств и устранение последствий их токсического действия. Появляющаяся устойчивость проявляется в отношении широкого круга веществ с разнообразной структурой. Проявление MDR приводит к необходимости увеличения количества вводимых в организм антибиотиков, что в конечном итоге сказывается на их общетоксическом воздействии на больного. Таким образом, устранение устойчивости раковых клеток является одной из важнейших задач современной онкологии. В настоящее время препарат для преодоления MDR на основе плюроников проходит клинические испытания за рубежом [4].

Ранее было показано, что плюроники подавляют устойчивость, связываясь с клетками в виде единичных макромолекул, при этом они уменьшают внутриклеточную концентрацию АТФ и ингибируют целый ряд механизмов устойчивости, от сегрегации антибиотиков в кислых везикулах [5] до активации антиапоптотических процессов на уровне транскрипции [6].

Кроме того, было установлено, что влиянием, подобным плюроникам, обладают и другие полиалкиленоксиды, в том числе блок-сополимеры глицерина и пропиленоксида [7].

Тем не менее, до сих пор неизвестна природа ключевой стадии взаимодействия блок-сополимера с клеткой, и как это взаимодействие приводит к вышеописанным событиям. Речь идёт о том, что неизвестно, например, взаимодействуют ли полиалкиленоксиды непосредственно с мембранными белками, ответственными за выброс лекарств из клетки, или какими-либо другими белками, участвующими в механизмах устойчивости. Иными словами, неизвестна важная составляющая молекулярного механизма взаимодействия блок-сополимеров с клеткой, а именно какие компоненты биологической мембраны непосредственно взаимодействуют с сополимером, и какую роль в этом взаимодействии играет их химическая природа.

Знание молекулярного механизма взаимодействия полимеров с клеткой позволит определить сферу применения существующих препаратов на основе плюроников и в дальнейшем направленно синтезировать препараты с большей эффективностью и кругом применения. Поэтому в настоящей работе мы сделали первую попытку обнаружения тех молекулярных компонентов клетки, взаимодействием с которыми обусловлено вышеописанное влияние полиалкиленоксидов на устойчивость раковых клеток.

6. Выводы

1. Впервые показано, что двублочный сополимер этиленоксида и пропиленоксида REP обладает способностью восстанавливать чувствительность раковых клеток к противоопухолевому антибиотику доксорубицину столь же эффективно, как и ранее изученный трёхблочный сополимер этиленоксида и пропиленоксида плюроник L61.

2. Впервые установлено, что нитробензоксидиазольное производное сополимера REP связывается с наружной липидной мембраной клеток или липосом. Обнаружено, что оно не проникает внутрь ни клеток, ни липосом.

3. Впервые обнаружено, что при взаимодействии с клетками REP включается в мембрану в непосредственной близости от липидов. Взаимодействие сополимера с мембранными белками не установлено.

4. Впервые показано, что добавление двублочного сополимера REP приводит к увеличению скорости проникновения доксорубицина в липосомы. При этом установлено, что при большей степени связывания с липидным бислоем двублочный сополимер этиленоксида и пропиленоксида REP оказывает меньшее влияние на проникновение доксорубицина, чем трёхблочный плюроник L61. Впервые обнаружено, что каждая связанная молекула REP оказывает в 16 раз меньший эффект на транспорт доксорубицина в липосомы, чем молекула плюроника.

5. Впервые установлено, что увеличение плотности упаковки липидного бислоя ослабляет влияния дву- и трёхблочного полиалкиленоксидов на проникновение доксорубицина в липосомы. Показано, что это явление обусловлено уменьшением величины связывания сополимера, при этом влияние одной связанной макромолекулы не зависит от плотности упаковки бислоя.

5. Заключение

Подведём итог нашего исследования, представляющего собой попытку выяснить молекулярный механизм восстановления чувствительности опухолевых клеток к действию лекарств, происходящего в присутствии амфифильных блок-сополимеров этиленоксида и пропиленоксида.

В качестве модельного амфифильного блок-сополимера мы выбрали двублочный сополимер этиленоксида и пропиленоксида REP и показали, что он действует на устойчивость раковых клеток столь же эффективно, как и ранее изучавшийся трёхблочный сополимер плюроник L61 [5,254].

На первом этапе работы были получены количественные параметры взаимодействия REP с клетками различной природы, нормальными и опухолевыми, различающимися степенью чувствительности к антибиотикам. С использованием изотопной модификации было выяснено, что связывание сополимера характеризуется низкой константой и линейностью в широком интервале концентраций. Это дало первое указание на то, что количество условных связывающих центров клетки велико. Некоторые авторы связывали влияние плюроников на устойчивость раковых клеток с непосредственным взаимодействием сополимеров и белковых переносчиков, локализованных в плазматической мембране. Обнаружение большого количества связывающих центров позволило поставить под сомнение эту гипотезу.

Использование REP, модифицированного по концу цепи ППО флуоресцентной меткой, привело к выводу, что при связывании с клеткой сополимер сосредотачивается, в основном, на внешней стороне плазматической мембраны и не проникает внутрь клетки, по крайней мере, в значительных количествах. Ранее А. В. Кабановым [211] было показано, что плюроник Р85 проникает внутрь клетки и избирательно связывается с митохондриями. Сопоставив этот факт с уменьшением концентрации АТФ в клетках при введении полимера, авторы высказали предположение, что плюроник угнетает процессы окислительного фосфорилирования. Известно, что реализация практически всех механизмов устойчивости опухолевых клеток тем или иным способом связана с потреблением АТФ. Поэтому вызываемое сополимером уменьшение концентрации АТФ должно приводить к снижению активности ферментативных систем, связанных с лекарственной устойчивостью.

Отличие этих результатов от наших можно объяснить тем, что в цитируемой работе модифицировали гидрофильную цепь полимера достаточно объёмными остатками флуоресцеинизотиоционата. Такая модификация могла привести к заглублению гидрофильных цепей в гидрофобную сердцевину бислоя, что и приводило к проникновению сополимера внутрь и его связыванию с внутриклеточными мембранами, в том числе и с митохондриями.

В тоже время, уменьшение внутриклеточной концентрации АТФ не обязательно должно быть связано с угнетением процессов окислительного фосфорилирования в митохондриях. Известно, что опухолевые клетки имеют изменённый метаболизм и большую часть необходимого им АТФ получают путём гликолиза [268], ферменты которого ассоциированы с клеточными мембранами [269]. Поэтому можно предположить, что связывание сополимера с плазматической мембраной может сопровождаться ингибированием гликолиза и также приводить к уменьшению внутриклеточной концентрации АТФ.

Следующий вопрос, являвшийся центральным в нашей работе, состоял в том, с какими компонентами клеточной мембраны, белками или липидами, непосредственно взаимодействует блок-сополимер при связывании. Для решения этой задачи мы использовали изотопно-меченный REP, модифицированный по концу блока ППО фотоактивируемой группой, которая способна при облучении ковалентно связываться с ближайшим окружением. Использование этого подхода позволило показать, что полимер обладает чрезвычайно низким сродством к белковым компонентам клетки. Основное количество полимера при связывании с клетками оказывается в липидном окружении. Различия в сродстве между полимером и отдельными видами липидов нами не были выявлены. В ходе анализа белковых фракций таким образом обработанных клеток никаких чётких различий в связывании полимерами с отдельными белками также не было обнаружено. Это свидетельствует об отсутствии прямого связывания плюроника с гликопротеином Р-170, ответственным за выброс лекарств из клетки.

Итак, как мы выяснили, основными партнёрами плюроника при взаимодействии с клеткой являются липиды. Поэтому заключительная часть работы была посвящена исследованию взаимодействия блок-сополимеров этиленоксида и пропиленоксида с модельными липидными бислоями (липосомами). Ранее было обнаружено, что связывание плюроников с бислоем приводит к изменению его динамических свойств [254]. Тем не менее, ответы на целый ряд важных вопросов получены не были.

Во-первых, существовали лишь косвенные данные о том, как влияет взаимное расположение блоков в амфифильной макромолекуле на её взаимодействие с мембраной. Используя в основной части работы двублочный сополимер, мы сравнили влияние его с хорошо изученным трёхблочным сополимером (плюроником L61). Оказалось, что двублочный сополимер связывался с лецитиновыми липосомами лучше, чем трёхблочный. Несмотря на это, плюроник гораздо сильнее воздействовал на скорость трансбислойной диффузии доксорубицина, чем REP. Мы предполагаем, что это различие связано с разной конформационной свободой гидрофобной цепи, погружённой в сердцевину бислоя. При закреплении этой цепи на поверхности мембраны в двух точках (случай плюроника), её конформационная подвижность ограничивается в большей степени, чем при закреплении всего лишь одного конца (случай REP). Мы полагаем, что изменение проницаемости бислоя является компенсаторным ответом системы на ограничение конформационной свободы. В таком случае, большее её изменение приводит к большему изменению подвижности мембранных компонентов.

Другим важным выводом из этого эксперимента было разделение двух факторов, определяющих влияние полимера на динамические свойства бислоя. Этими факторами являются связывание полимера (коэффициент распределения вода-липидный бислой) и возмущающее воздействие одной связанной макромолекулы. Как показало сравнение дву- и трёхблочного сополимера эти факторы не коррелируют друг с другом. Увеличение связывания не обязательно влечёт за собой увеличение влияния полимера.

Следующим неясным вопросом оставалась температурная зависимость влияния полимера на динамические свойства бислоя. Оказалось, что построенная в координатах Аррениуса зависимость эффективной константы транспорта доксорубицина в присутствии плюроника L61 имела излом в области низких температур (около 10& deg-С). Сравнение температурных зависимостей этих констант в присутствии и в отсутствие полимера позволяет заключить, что при понижении температуры ниже некоторой критической величины его влияние прекращается. Это наблюдение согласовывалось с тем, что полимер не связывался с лецитиновыми липосомами при 4& deg-С.

Наличие критической температуры можно объяснить разной температурной зависимостью свободных энергий растворения полимера в воде и в липидном бислое. Вполне вероятно, что свободная энергия растворения полимера в бислое зависит от его липидного состава. Мы полагаем, что резкие различия в степени связывания полимера с раковыми клетками при 4& deg-С и 37& deg-С может быть вызвано именно этим фактором. Плазматическая мембрана латералыю неоднородна, то есть в пределах одного монослоя сосуществуют области с различным липидным составом. Даже если не принимать во внимание изменения в составе мембраны с понижением температуры, можно предположить, что часть областей теряет способность связывать полимер при понижении температуры до 4& deg-С.

Полученные температурные зависимости влияния полимера на транспорт доксорубицина были рассмотрены в рамках теории активированного комплекса. Согласно этой теории константа транспорта доксорубицина через бислой связана со

AG* свободной энергией активации этого процесса: Inк =--+InТ + const, Изменение

RT свободной энергии активации, в свою очередь, является суммой энтальпийного и энтропийного членов: AG* = АН* -TAS*. Учитывая это, запишем выражение для температурной зависимости кинетической константы транспорта:

АН* AS*. «ln& =--±+lnT + const. Поскольку степень влияния плюроника выражается

RT R через отношение констант в присутствии и в отсутствие полимера, то мы можем определить, как меняется при этом свободной энергия активации транспорта и ее к AAG* А АН* AAS* компоненты: In- = In^ - In=--=--±. Сравнение этого уравнения кй RT RT R и температурной зависимости влияния полимера (рис. 21) позволяет сделать вывод, что связывание плюроника приводит к увеличению энтропии активации транспорта доксорубицина и уменьшению энтальпии активации этого процесса, причём влияние плюроника на энтропийную составляющую более выражено. Этот факт подтверждает ранее сделанный вывод о том, что влияние полимера на транспорт доксорубицина действительно определяется изменением динамических свойств бислоя.

Наконец, не было ясно, как влияет природа липидного бислоя на его чувствительность к действию плюроника. В ходе наших экспериментов мы меняли состав липосом, приготовляя их из смеси лецитина и одного из природных липидов. Оказалось, что существует корреляция между микровязкостью бислоя и оказываемым на него влиянием полимера. При увеличении микровязкости степень воздействия плюроника L61 на транспорт доксорубицина уменьшалась.

Это явление было рассмотрено с точки зрения упомянутых выше двух факторов, определяющих влияние полимера на динамические свойства бислоя. Для этого было измерено связывание сополимеров с липосомами, содержащими различное количество холестерина. Рассчитав степень влияния, производимую одной связанной макромолекулой, мы обнаружили, что она практически не зависит от липидного состава. Таким образом, уменьшение влияния полимера с увеличением микровязкости мембраны определяется, прежде всего, уменьшением его связывания. Это объясняется тем, что экспериментально микровязкость бислоя определяется возможностью латеральной диффузии зонда, то есть диффузии в пределах одного монослоя липидов. Эта величина непосредственным образом связана со степенью дефектности бислоя, возможностью встроиться в него для посторонней молекулы, в нашем случае — молекулы полиалкиленоксида. В то же время, величина микровязкости лишь в небольшой степени соотносится с возможностью перемещения молекулы доксорубицина с внешнего липидного монослоя на внутренний. Но именно на скорость этого процесса (трансбислойную диффузию) и влияет встроенный в бислой сополимер.

Итак, в результате проведённого нами исследования взаимодействия полиалкиленоксидов с липосомами впервые было показано, что влияние полимеров на проницаемость мембраны определяется двумя его свойствами: его способностью внедряться в мембрану и вызывать возмущение в её структуре. Анализ связывания полимеров и их влияния на транспорт доксорубицина в различных условиях позволил выделить факторы, влияющие на каждое из этих свойств.

Первое свойство — способность внедряться — зависит от температуры и микровязкости мембраны. Охлаждение системы до температуры ниже критической резко снижает связывание полиалкиленоксидов с липидной мембраной и, как следствие, практически исключает всякое влияние полимеров на бислой. Увеличение микровязкости мембраны также ослабляет связывание полиалкиленоксидов с липосомами, что практически полностью определяет уменьшение влияния полимеров на динамические свойства бислоя.

Внедрение полимера в бислой является необходимым, но недостаточным условием его влияния на проницаемость мембраны.

Второе свойство — влияние на динамические характеристик бислоя, его возмущение — определяется структурой самого сополимера. Трёхблочные полиалкиленоксиды, например, плюроник L61, вызывают на порядок более сильные изменения в проницаемости мембран для доксорубицина, чем двублочные (например, REP). Влияние одной связанной макромолекулы на транспорт доксорубицина практически не зависит от состава бислоя и его микровязкости.

Обнаруженные закономерности представляют собой ещё один шаг в понимании природы взаимодействия полиалкиленоксидов с биомембранами.

ПоказатьСвернуть

Содержание

1. Обзор литературы.

1.1. Блок-сополимеры этиленоксида и пропиленоксида.

1.1.1. Номенклатура.

1.1.2. Физико-химические свойства.

1.1.3. Аналитическое определение плюроников в присутствии липидов.

1.2. Биологические мембраны.

1.2.1. Структура биологических мембран.

1.2.2. Свойства липидного бислоя.

1.2.3. Микровязкость бислоя и способы её измерения.

1.2.4. Липидный состав биологических мембран.

1.2.5. Проницаемость липидных мембран.

1.2.6. Модельные системы, используемые для исследования проницаемости мембран.

1.3. Взаимодействие плюроников с компонентами биологических мембран.

1.3.1. Взаимодействие плюроников с белками.

1.3.2. Взаимодействие плюроников с липидными структурами.

1.3.2.1. Связывание плюроников с бислойными мембранами и их локализация в бислое.

1.3.2.2. Влияние плюроников на проницаемость липидных мембран.

1.4. Применение плюроников в медицинских целях.

1.5. Множественная лекарственная устойчивость опухолей и влияние на неё плюроников.

1.6. Использование фотоактивируемых групп для исследования локализации веществ в клетке.

2. Постановка задачи.

3. Экспериментальная часть.

3.1. Материалы.

3.2. Методы.

3.2.1. Анализ полимеров.

3.2.2. Введение аминогруппы в двублочный сополимер REP.

3.2.3. Получение REP-NH2, меченного тритием.

3.2.4. Модификация REP-NH2 флуоресцентной и фотоактивируемой группой.

3.2.5. Определение коэффициента распределения сополимеров между гексаном и водой.

3.2.6. Приготовление липосом.

3.2.7. Определение микровязкости мембраны липосом.

3.2.8. Связывание сополимеров с липосомами.

3.2.9. Транспорт доксорубицина в липосомы с градиентом рН.

3.2. 10. Проникновение сополимера внутрь липосом.

3.2. 11. Культивирование клеток и анализ цитотоксичности доксорубицина и сополимеров.

3.2. 12. Связывание 3H-REP-NH2 с клетками.

3.2. 13. Проникновение REP-NBD внутрь клеток.

3.2. 14. Анализ взаимодействия REP-NBD с клетками методом конфокальной микроскопии.

3.2. 15. Взаимодействие клеток с REP, содержавшим фотоактивируемую метку.

4. Результаты и их обсуждение.

4.1. Свойства двублочного сополимера REP.

4.2. Взаимодействие блок-сополимеров с клетками.

4.2.1. Связывание REP с клетками разного типа.

4.2.2. Локализация REP при связывании с клетками.

4.2.3. Идентификация партнёров полиалкиленоксидов в мембране.

4.3. Взаимодействие блок-сополимеров с липосомами.

4.3.1. Взаимодействие дву- и трёхблочного сополимеров с липосомами из яичного лецитина.

4.3.2. Влияние состава липидного бислоя на взаимодействие полиалкиленоксидов с липосомами.

Список литературы

1. Moghimi S.M. and Hunter A.C. (2000) Poloxamers and poloxamines in nanoparticle engineering and experimental medicine. a review, Trends Biotechnol. 18,412−420.

2. Kabanov A.V., Batrakova E.V., Alakhov V.Y. (2002) Pluronic block copolymers for overcoming drug resistance in cancer, Adv Drug Deliv. Rev. 54,759−779.

3. Perez-Tomas R. (2006) Multidrug resistance: retrospect and prospects in anti-cancer drug treatment, Curr. Med. Chem. 13,1859−1876.

4. Venne A., Li S., Mandeville R., Kabanov A., Alakhov V. (1996) Hypersensitizing effect of pluronic L61 on cytotoxic activity, transport, and subcellular distribution of doxorubicin in multiple drug-resistant cells, Cancer Res. 56,3626−3629.

5. Minko Т., Batrakova E.V., Li S., Li Y., Pakunlu R.I., Alakhov V.Y., Kabanov A.V. (2005) Pluronic block copolymers alter apoptotic signal transduction of doxorubicin in drug-resistant cancer cells, J. Control. Release 105, 269−278.

6. Demina Т., Grozdova I., Krylova O., Zhirnov A., Istratov V., Frey H., Kautz H., Melik-Nubarov N. (2005) Relationship between the structure of amphiphilic copolymers and their ability to disturb lipid bilayers, Biochemistry 44,4042−4054.

7. F.E. Bailey, Jr., J.V. Koleske (1990) Alkylene oxides and their polymers, Surfactant Science Series, v. 35, New York: Marcel Dekker, 280 p.

8. Emanuele R.M., Hunter R.L., Culbreth P.H. (2002) Polyoxypropylene/polyoxyethylene copolymers with improved biological activity, United States Patent 6 359 014.

9. Wohlfarth C. (2001) CRC Handbook of thermodynamic data of copolymer solutions, New York: CRC, 520 p.

10. Lopes J.R., Loh W. (1998) Investigation of self-assembly and micelle polarity for a wide range of ethylene oxide-propylene oxide-ethylene oxide block copolymers in water, Langmuir 14, 750 756.

11. Alexandridis P., Holzwarth J.F., and Hatton T.A. (1994) Micellization of poly (ethylene oxide)-poly (propylene oxide)-poly (ethylene oxide) triblock copolymer in aqueous solutions: thermodynamics of copolymer association., Macromolecules 27,2414−2425.

12. Alexandridis P., Athanassiou V., Fukuda S., and Hatton T.A. (1994) Surface activity of polyethylene oxide)-Woc?-poly (propylene oxide)-6/ocA> poly (ethylene oxide) copolymers, Langmuir 10,2604−2612.

13. Altinok H., Yu G. -E., Nixon S.K., Gorry P.A., Attwood D., Booth C. (1997) Effect of block architecture on the self-assembly of copolymers of ethylene oxide and propylene oxide in aqueous, Langmuir 13, 5837−5848.

14. Sims G.E.C., Snape T.J. (1980) A method for the estimation of polyethylene glycol in plasma protein fractions, Anal. Biochem. 107, 60−63.

15. Лакович Дж. (1986) Основы флуоресцентной спектроскопии. М.: Мир, 496 с.

16. Нейман JI.A., Смоляков B.C., Шишков А. В. (1985) Радиоизотопные методы в физико-химической биологии. Использование реакций атомарного трития, Итоги пауки и техники. Серия: общие проблемы физико-хшической биологии. М.: ВИНИТИ, т. 2, 208 с.

17. Бадун Г. А., Волкова С. В., Кузьмичева О. Н.,. Михалина Е. В, Тясто З. А. (2005) Мониторинг потока & laquo-горячих»- атомов трития в методе термической активации, Радиохимия 47, 178−181.

18. Бадун Г. А., Михалина Е. В., Тясто З. А. (2006) Определение вероятности реакции атомов трития с полиэтиленом при первом соударении в условиях метода термической активации, Радиохимия 48,520−522.

19. Бадун Г. А. (1988) Дисс. канд. хим. наук. М.: МГУ, 161с.

20. Бадун Г. А., Костин А. И., Филатов Э. С. (1985) Реакции атомов трития с полиэтиленом в интервале температур 290−55 К, Радиохимия 27,222−227.

21. Бадун Г. А., Филатов Э. С. (1988) Реакция атомов трития с аминокислотами, дейтерированными аминокислотами и смесями аминокислот. Свойство аддитивности и изотопный эффект, Радиохимия 30, 531−537.

22. Филатов Э. С., Орлова М. А., Симонов Е. Ф. (1980) Реакция атомов трития с фенилаланином и тирозином в интервале температур 77−400 К, Вести. Моск. ун-та, сер.2 Химия 21,49−52.

23. Mozhaev V.V., Poltevsky K.G., Slepnev V.I., Badun G.A., Levashov A.V. (1991) Homogeneous solutions of hydrophilic enzymes in nonpolar organic solvents. New systems for fundamental studies and biocatalytic transformations, FEBS Lett. 292,159−161.

24. Veselova I.A., Grigor eva D.L., Shekhovtsova T.N., Korobkov V.I., Badun G.A. (2000) Using different polysaccharides and alkaline phosphatase immobilization, Proceedings of Biocatalysis-2000: Fundamentals and Applications, 173.

25. Agafonov D.E., Kolb V.A., Spirin A.S. (1997) Proteins on ribosome surface: Measurements of protein exposure by hot tritium bombardment technique, Proc. Natl. Acad. Sci. USA 94, 1 289 212 897.

26. Геннис P. (1997) Биомембраны. Молекулярная структура и функции. М.: Мир, 624 с.

27. Singer S.J., Nicolson G.L. (1972) The fluid mosaic model of the structure of cell membranes, Science 175, 720−731

28. Vereb G., Szollosi J., Matko J., Nagy P., Farkas Т., Vigh L., Matyus L., Waldmann T.A., Damjanovich S. (2003) Dynamic, yet structured: The cell membrane three decades after the Singer-Nicolson model, Proc. Natl. Acad. Sci. USA 100, 8053−8058.

29. Murase K., Fujiwara Т., Umemura Y., Suzuki K., lino R., Yamashita H., Saito M., Murakoshi H., Ritchie K., Kusumi A. (2004) Ultrafine membrane compartments for molecular diffusion as revealed by single molecule techniques, BiophysJ. 86,4075−4093.

30. Spector A.A., Yorek M.A. (1985) Membrane lipid composition and cellular function, J. Lipid Res. 26,1015−1035

31. Subczynski W.K., Wisniewska A. (2000) Physical properties of lipid bilayer membranes: relevance to membrane biological functions, Acta Biochim. Pol. 47, 613−625.

32. Orlowski S., Martin S., Escargueil A. (2006) P-glycoprotein and 'lipid rafts': some ambiguous mutual relationships (floating on them, building them or meeting them by chance?), Cell Mol Life Sci. 63,1038−1059.

33. Ferte J. (2000) Analysis of the tangled relationships between P-glycoprotein-mediated multidrug resistance and the lipid phase of the cell membrane, Eur. J. Biochem. 267,277−294.

34. Regev R., Assaraf Y.G., Eytan G.D. (1999) Membrane fluidization by ether, other anesthetics, and certain agents abolishes P-glycoprotein ATPase activity and modulates efflux from multidrug-resistant cells, Eur. J. Biochem. 259, 18−24.

35. Galla H.J., Hartmann W., Theilen U., Sackmann E. (1979) On two-dimensional passive random walk in lipid bilayers and fluid pathways in biomembranes, J. Membrane Biol. 48,215−236.

36. Yamaji-Hasegawa A., Tsujimoto M. (2006) Asymmetric Distribution of Phospholipids in Biomembranes, Biol. Pharm. Bull. 29, 1547−1553.

37. Zachowski A. (1993) Phospholipids in animal eukaryotic membranes: transverse asymmetry and movement, Biochem. J. 294, 1−14.

38. Tieleman D.P., Bentz J. (2002) Molecular dynamics simulation of the evolution of hydrophobic defects in one monolayer of a phosphatidylcholine bilayer: relevance for membrane fusion mechanisms, Biophys. J. 83,1501−1510.

39. Марголис Л. Б., Бергельсон Л. Д. (1986) Липосомы и их взаимодействие с клетками. М.: Наука, 240 с.

40. Ikonen Е. (2001) Roles of lipid rafts in membrane transport, Curr. Opin. Cell Biol. 13,470−477.

41. Brown D.A., London E. (2000) Structure and function of sphingolipid- and cholesterol-rich membrane rafts, J. Biol. Chem. 275,17 221−17 224.

42. Tauc P., Reyes Mateo C., Brochon J. -C. (1998) Pressure effects on the lateral distribution of cholesterol in lipid bilayers: a time-resolved spectroscopy study, Biophys. J. 74, 1864−1870.

43. Pencer J., White G.F., Hallett F.R. (2001) Osmotically induced shape changes of large unilamellar vesicles measured by dynamic light scattering, Biophys. J. 81,2716−2728.

44. Sparr E., Hallin L., Markova N., Wennerstrom H. (2002) Phospholipid-cholesterol bilayers under osmotic stress, Biophys. J. 83,2015−2025.

45. Paula S., Volkov A.G., Van Hoek A.N., Haines Т.Н., Deamer D.W. (1996) Permeation of protons, potassium ions, and small polar molecules through phospholipid bilayers as a function of membrane thickness, Biophys. J. 70,339−348.

46. Самойленко С. Г., Калер Г. В., Конев C.B. (1999) Определение микровязкости липидов в биологических мембранах по эксимеризации пирена, Биофизика 44,455−460.

47. Chen Y, Lagerholm ВС, Yang В, Jacobson К. (2006) Methods to measure the lateral diffusion of membrane lipids and proteins, Methods 39,147−153.

48. Владимиров Ю. А., Добрецов Г. Е. (1980) Флуоресцентные зонды в исследовании биологических мембран. М.: Наука, 320 с.

49. Niebylski C.D., Petty H.R. (1991) Cyclosporine A induces an early and transient rigidification of lymphocyte membranes, J. Leukoc. Biol 49,407−415.

50. Kleinfeld A.M., Dragsten P., Klausner R.D., Pjura W.J., Matayaoshi E.D. (1981) The lack of relationship between fluorescence polarization and lateral diffusion, Biochim. Biophys. Ada 649, 471−480.

51. Portoles M.T., Pagani R., Diaz-Laviada I., Municio A.M. (1987) Effect of Escherichia coli lipopolysaccharide on the microviscosity of liver plasma membranes and hepatocyte suspensions and monolayers, Cell Biochem. Fund. 5, 55−61.

52. Viti V., Cicero R., Callari D., Guidoni L., Billitteri A., Sichel G. (1983) Effect of lipophilic vitamins on the erythrocyte membrane. 31P NMR and fluorescence studies, FEBS Lett. 158,36−40.

53. Ohno H., Shimidzu N., Tsuchida E., Sasakawa S., Honda K. (1981) Fluorescence polarization study on the increase of membrane fluidity of human erythrocyte ghosts induced by synthetic water-soluble polymers, Biochim. Biophys. Acta 649, 221−228.

54. Melik-Nubarov N.S., Pomaz O.O., Dorodnych T. Yu., Badun G.A., Ksenofontov A.L., Schemchukova O.B., Arzhakov S.A. (1999) Interaction of tumor and normal blood cells with ethylene oxide and propylene oxide block copolymers, FEBS Lett. 446,194−198.

55. Campanella R. (1992) Membrane lipids modifications in human gliomas of different degree of malignancy, J. Neurosurg. Sci. 36,11−25.

56. Химия биологически активных природных соединений. (1976) Под ред. Н. А. Преображенского и Р. П. Евстигнеевой. М. :Химия, с. 346−368.

57. Daum G. (1985) Lipids of mitochondria, Biochim. Biophys. Acta 822,1−42.

58. Devaux P.F., Seigneuret M. (1985) Specificity of lipid-protein interactions as determined by spectroscopic techniques, Biochim. Biophys. Acta 822, 63−125.

59. Silvius J.R. (1986) Solid- and liquid-phase equilibria in phosphatidylcholine/ phosphatidylethanolamine mixtures. A calorimetric study, Biochim. Biophys. Acta 857, 217−228.

60. Dorfler H.D. (1990) Mixing behavior of binary insoluble phospholipid monolayers. Analysis of the mixing properties of binary lecithin and cephalin systems by application of several surface and spreading techniques, Adv. Colloid Interface Sci. 31,1−110.

61. Lee A.G. (1975) Fluorescence studies of chlorophyll a incorporated into lipid mixtures, and the interpretation of «phase» diagrams, Biochim. Biophys. Acta 413, 11−23.

62. Lee A.G. (1977) Lipid phase transitions and phase diagrams. II. Mictures involving lipids, Biochim. Biophys. Acta 472,285−344.

63. Shimshick E.J., McConnell H.M. (1973) Lateral phase separation in phospholipid membranes, Biochemistry 12,2351−2360.

64. Yeagle P.L., Hutton W.C., Huang C., Martin R.B. (1976) Structure in the polar head region of phospholipid bilayers: A 31P 'H. nuclear Overhauser effect study, Biochemistry 15,2121−2124.

65. Cheng K.H. (1989) Fluorescence depolarization study on non-bilayer phases of phosphatidylethanolamine and phosphatidylcholine lipid mixtures, Chem. Phys. Lipids 51,137−145.

66. Silvius J.R., Brown P.M., O’Leary T.J. (1986) Role of head group structure in the phase behavior of amino phospholipids. 1. Hydrated and dehydrated lamellar phases of saturated phosphatidylethanolamine analogues, Biochemistry 25,4249−4258.

67. Van Dijck P.W., De Kruijff В., Van Deenen L.L., De Gier J., Demel R.A. (1976) The preference of cholesterol for phosphatidylcholine in mixed phosphatidylcholine-phosphatidylethanolamine bilayers, Biochim. Biophys. Acta 455, 576−587.

68. Boni L.T., Hui S.W. (1983) Polymorphic phase behaviour of dilinoleoylphosphatidylethanolamine and palmitoyloleoylphosphatidylcholine mixtures. Structural changes between hexagonal, cubic and bilayer phases, Biochim. Biophys. Acta 731, 177−185.

69. Sugar I.P., Monticelli G. (1983) Landau theory of two-component phospholipid bilayers. I. Phosphatidylcholine/phosphatidylethanolamine mixtures, Biophys. Chem. 18, 281−289.

70. Berclaz Т., McConnell H.M. (1981) Phase Equilibria in binary mixtures of dimyristoylphosphatidylcholine and cardiolipin, Biochemistry 20, 6635−6640.

71. Дятловицкая Э. В. (2000) Взаимосвязь между биологическими функциями липидов и их химической структурой, Биоорг. хим. 26,12−18.

72. Barenholz Y., Thompson Т.Е. (1980) Sphingomyelins in bilayers and biological membranes, Biochim. Biophys. Acta 604,129−158.

73. Lentz B.R., Hoechli M., Barenholz Y. (1981) Acyl chain order and lateral domain formation in mixed phosphatidylcholine-sphingomyelin multilamellar and unilamellar vesicles, Biochemistry 20, 6803−6809.

74. Untrach S.H., Shipley G.C. (1977) Molecular interactions between lecithin and sphingomyelin. Temperature- and composition-dependent phase separation, J. Biol. Chem. 252,4449−4457.

75. Shinitzky M., Barenholz Y. (1978) Fluidity parameters of lipid regions determined by fluorescence polarization, Biochim. Biophys. Acta 515,367−394.

76. Barenholz Y., Gibbes D., Litman B.J. (1977) A simple method for the preparation of homogeneous phospholipid vesicles, Biochemistry 16,2806−2810.

77. Bertoli E., Masserini M., Sonnino S. (1981) Electron paramagnetic resonance studies on the fluidity and surface dynamics of egg phosphatidylcholine vesicles containing gangliosides, Biochim. Biophys. Acta 647,196−202.

78. Hill M.W., Lester R. (1972) Mixtures of gangliosides and phosphatidylcholine in aqueous dispersions, Biochim. Biophys. Acta 282, 18−30.

79. Hinz H. -J., Korner O., Nicolau C. (1981) Influence of gangliosides GM1 and GDla on structural and thermotropic properties of sonicated small 1,2-dipalmitoyl-L-alpha-phosphatidylcholine vesicles, Biochim. Biophys. Acta 643, 557−571.

80. Maggio В., Cumar F.A., Caputto R. (1980) Configuration and interaction of the polar head group in gangliosides, Biochem. J. 189,435−440.

81. Schmidt C.F., Barenholz Y., Huang C., Thompson Т.Е. (1978) Monolayer coupling in sphingomyelin bilayer systems, Nature 271, 775−777.

82. Sharom F.J., Grant C.W.M. (1977) A ganglioside spin label: ganglioside head group interactions, Biochem. Biophys. Res. Communs 74, 1039−1045.

83. Sharom F.J., Grant C.W.M. (1978) A model for ganglioside behaviour in cell membranes, Biochim. Biophys. Acta 507,280−293.

84. Madden T.D., Cullis P.R. (1982) Stabilization of bilayer structure for unsaturated phosphatidylethanolamines by detergents, Biochim. Biophys. Acta 684,149−153.

85. Hakomori S. (2002) Glycosylation defining cancer malignancy.' new wine in an old bottle, Proc. Natl. Acad. Sci. USA 99,10 231−10 233.

86. Sankaram M.B., Thompson Т.Е. (1991) Cholesterol-induced fluid-phase immiscibility in membranes, Proc. Natl. Acad. Sci. USA 88, 8686−8690.

87. Mateo C.R., Acuna A.U., Brochon J. -C. (1995) Liquid-crystalline phases of cholesterol/lipid bilayers as revealed by the fluorescence of trans-parinaric acid, Biophys. J. 68, 978−987.

88. Miao L., Nielsen M., Thewalt J., Ipsen J.H., Bloom M., Zuckermann M.J., Mouritsen O.G. (2002) From lanosterol to cholesterol: structural evolution and differential effects on lipid bilayers, Biophys. J. 82,1429−1444.

89. Wang T. -Y., Silvius J.R. (2001) Cholesterol does not induce segregation of liquid-ordered domains in bilayers modeling the inner leaflet of the plasma membrane, Biophys. J. 81,2762−2773.

90. Almeida P.F.F., Vaz W.L.C., Thompson Т.Е. (1993) Percolation and diffusion in three-component lipid bilayers: effect of cholesterol on an equimolar mixture of two phosphatidylcholines, Biophys. J. 64, 399−412.

91. Keller S.L., Anderson T.G., McConnell H.M. (2000)Miscibility critical pressures in monolayers of ternary lipid mixtures, Biophys. J. 79,2033−2042.

92. Silvius J.R., del Giudice D., Lafleur M. (1996) Cholesterol at different bilayer concentrations can promote or antagonize lateral segregation of phospholipids of differing acyl chain length, Biochemistry 35, 15 198−15 208.

93. Heerklotz H. (2002) Triton promotes domain formation in lipid raft mixtures, Biophys. J. 83, 2693−2701.

94. Mitchell D.C., Litman B.J. (1998) Effect of cholesterol on molecular order and dynamics in highly polyunsaturated phospholipid bilayers, Biophys. J. 75, 896−908.

95. Chiu S.W., Jakobsson E., Mashl R.J., Scott H.L. (2002) Cholesterol-induced modifications in lipid bilayers: a simulation study, Biophys. J. 83,1842−1853.

96. Anderson T.G., McConnell H.M. (2001) Condensed complexes and the calorimetry of cholesterol-phospholipid bilayers, Biophys. J. 81,2774−2785.

97. Anderson T.G., McConnell H.M. (2002) A thermodynamic model for extended complexes of cholesterol and phospholipid, Biophys. J. 83,2039−2052.

98. Kessel A., Ben-Tal N., May S. (2001) Interactions of cholesterol with lipid bilayers: the preferred configuration and fluctuations, Biophys. J. 81,643−658.

99. Feigenson G.W., Buboltz J.T. (2001) Ternary phase diagram of dipalmitoyl-PC/dilauroyl-PC/cholesterol: nanoscopic domain formation driven by cholesterol, Biophys. J. 80,2775−2788.

100. Brown D.A. (2001) Seeing is believing: visualization of rafts in model membranes, Proc. Natl. Acad. Sci. USA 98,10 517−10 518.

101. Brown R. E (1998) Sphingolipid organization in biomembranes: what physical studies of model membranes reveal, J. Cell Sci. Ill, 1−9.

102. Dietrich C., Bagatolli L.A., Volovyk Z.N., Thompson N.L., Levi M., Jacobson K., Gratton E. 2001) Lipid rafts reconstituted in model membranes, Biophys. J. 80,1417−1428.

103. Guo W" Kurze V., Huber Т., Afdhal N.H., Beyer K" Hamilton J.A. (2002) A solid-state NMR study of phospholipid-cholesterol interactions: sphingomyelin-cholesterol binary systems, Biophys. J. 83, 1465−1478.

104. Yuan C., Johnston L.J. (2000) Distribution of ganglioside GM1 in L-alpha-dipalmitoylphosphatidylcholine/cholesterol monolayers: a model for lipid rafts, Biophys. J. 79, 2768−2781.

105. Yuan C., Furlong J., Burgos P., Johnston L.J. (2002) The size of lipid rafts: an atomic force microscopy study of ganglioside GM1 domains in sphingomyelin/DOPC/cholesterol membranes, Biophys. J. 82,2526−2535.

106. Gandhavadi M., Allende D., Vidal A., Simon S.A., Mcintosh T.J. (2002) Structure, composition, and peptide binding properties of detergent soluble bilayers and detergent resistant rafts, Biophys. J. 82,1469−1482.

107. Wang T. -Y., Leventis R., Silvius J.R. (2000) Fluorescence-based evaluation of the partitioning of lipids and lipidated peptides into liquid-ordered lipid microdomains: a model for molecular partitioning into «lipid rafts», Biophys. J. 79,919−933.

108. Mouritsen O.G., Jorgensen K. (1995) Micro-, nano- and meso-scale heterogeneity of lipid bilayers and its influence on macroscopic membrane properties, Mol. Membr. Biol. 12, 15−20.

109. Hao M., Mukheijee S., Maxfield F.R. (2001) Cholesterol depletion induces large scale domain segregation in living cell membranes, Proc. Natl. Acad. Sci. USA 98,13 072−13 077.

110. Schutz G.J., Kada G., Pastushenko V.P., Schindler H. (2000) Properties of lipid microdomains in a muscle cell membrane visualized by single molecule microscopy, EMBO J. 19,892−901.

111. Bergelson L.D., Dyatlovitskaya E.V., Torkhovskaya T.I., Sorokina I.B., Gorkova N.P. (1970) Phospholipid composition of membranes in the tumor cell, Biochim. Biophys. Acta 210,276−286.

112. L.D. Bergelson, E.V. Dyatlovitskaya, T.I. Torkhovskaya, I.B. Sorokina and N.P. Gorkova (1968) Dedifferentiation of phospholipids composition in subcellular particles of cancer cells, FEBS Lett. 2, 87−90.

113. Дятловицкая Э. В., неопубликованные данные.

114. Reynier M., Sari H., d’Anglebermes M., Куе Е. А., Pasero L. (1991) Differences in lipid characteristics of undifferentiated and enterocytic-differentiated HT29 human colonic cells, Cancer Res. 51,1270−1277.

115. Podo F. (1999) Tumour phospholipid metabolism, NMR Biomed. 12,413−439.

116. Tessitore L., Dianzani I., Cui Z., Vance D.E. (1999) Diminished expression of phosphatidylethanolamine N-methyltransferase 2 during hepatocarcinogenesis, Biochem. J. 337, 2327.

117. Johnson S.M., Robinson R. (1979) The composition and fluidity of normal and leukaemic or lymphomatous lymphocyte plasma membranes in mouse and man, Biochim. Biophys. Acta 558, 282−295.

118. Ramu A., Glaubiger D., Weintraub H. (1984) Differences in lipid composition of doxorubicin-sensitive and -resistant P388 cells, Cancer Treat Rep. 68, 637−641.

119. Паламарчук В. И., Трикаш И. О. (1983) Изменения в составе стеролов и в свойствах мембран эритроцитов крыс при лейкемии Швеца и после УФ облучения, Вопр. Мед. Хим. 29, 67−70.

120. Hidvegi E.J., Yatvin M.B., Dennis W.H., Hidvegi E. (1980) Effect of altered membrane lipid composition and procaine on hyperthermic killing of ascites tumor cells, Oncology 37,360−363.

121. Csuka O., Sugar J. (1978) Alterations of membrane constituents in carcinomas and drug resistant tumour cells, Arch. Geschwulstforsch. 48, 770−782.

122. Кобляков B.A., Сомова О. Г., Кондаленко В. Ф., Осташкина Н. М., Кандыба А. Г., Дубовая Т. К., Дятловицкая Э. В. (2001) Различия в липидном составе и пролиферативной активности крысиной гепатомы-27 в зависимости от органа, Биохимия 66,745−750.

123. Tapiero H., Mishal Z., Wioland M., Silber A., Fourcade A., Zwingelstein G. (1986) Changes in biophysical parameters and in phospholipid composition associated with resistance to doxorubicin, Anticancer Res. 6,649−652.

124. Ramu A., Glaubiger D., Weintraub H. (1984) Differences in lipid composition of doxorubicin-sensitive and -resistant P388 cells, Cancer Treat Rep. 68, 637−641.

125. Holleran W.M., DeGregorio M.W., Ganapathi R., Wilbur J.R., Macher B.A. (1986) Characterization of cellular lipids in doxorubicin-sensitive and -resistant P388 mouse leukemia cells, Cancer Chemother. Pharmacol. /7,11−15.

126. Котык А., Яначек К. (1980) Мембранный транспорт. М. :Мир, 188−197.

127. Evtodienko V.Y., Kovbasnjuk O.N., Antonenko Y.N., Yaguzhinsky L.S. (1996) Effect of the alkyl chain length of monocarboxylic acid on the permeation through bilayer lipid membranes, Biochim. Biophys. Acta 1281,245−251.

128. Jackson M.J. (1987) Weak electrolyte transport across Biological membranes, General principles. In: Membrane physiology (ed. by Thomas Andreoli), New York and London: Plenum Medical Book, 235−236.

129. Deamer D.W. (1987) Proton permeation of lipid bilayers, J. Bioenerg. Biomembr. 19,457−479.

130. Al-Awqati Q. (1995) Chloride channels of intracellular organelles, Curr. Opin Cell Biol. 7, 504−508.

131. Doherty M.M., Michael M. (2003) Tumoral drug metabolism: perspectives and therapeutic implications, Curr. Drug Metab. 4, 131−149.

132. Andreoli Т.Е. (1974) Planar lipid bilayer membranes, Methods Enzymol. 32, 513−539.

133. Montal M., Mueller P. (1972) Formation of bimolecular membranes from lipid monolayers and a study of their electrical properties, Proc. Natl. Acad. Sci. USA 69,3561−3566.

134. Prenner E.J., Lewis R.N., McElhaney R.N. (1999) The interaction of the antimicrobial peptide gramicidin S with lipid bilayer model and biological membranes, Biochim. Biophys. Acta 1462, 201−221.

135. Bainbridge G., Gokce I., Lakey J.H. (1998) Voltage gating is a fundamental feature of porin and toxin beta-barrel membrane channels, FEBSLett. 431,305−308.

136. Latorre R., Alvarez O. (1981) Voltage-dependent channels in planar lipid bilayer membranes, Physiol. Rev. 61,77−150.

137. Zakharov S.D., Cramer W.A. (2002) Insertion intermediates of pore-forming colicins in membrane two-dimensional space, Biochimie 84,465−475.

138. Kourie J.I., Wood H.B. (2000) Biophysical and molecular properties of annexin-formed channels, Prog. Biophys. Mol. Biol. 73,91−134.

139. Hilgemann D.W. (1997) Cytoplasmic ATP-dependent regulation of ion transporters and channels: mechanisms and messengers, Annu. Rev. Physiol. 59, 193−220.

140. White S.H., Petersen D.C., Simon S., Yafuso M. (1976) Formation of planar bilayer membranes from lipid monolayers. A critique, Biophys. J. 16,481−489.

141. Hansch С., Dunn W.J. (1972) Linear relationships between lipophilic character and biological activity of drugs, J. Pharm. Sci. 61, 1−19.

142. Alegria A.E., Santiago G. (1997) Adriamycin and daunomycin semiquinone membrane/buffer partition constants using the spin-broadening technique, Arch. Biochem. Biophys. 346,91−95.

143. Griffin E.A., Vanderkooi J.M., Maniara G., Erecinska M. (1986) Anthracycline binding to synthetic and natural membranes. A study using resonance energy transfer, Biochemistry 25, 78 757 880.

144. Soderlund Т., Jutila, A., Kinnunen, P.K. (1999) Binding of adriamycin to liposomes as a probe for membrane lateral organization, Biophys. J. 76, 896−907.

145. Heywang C., Saint-Pierre Chazalet M, Masson C.M., Bolard J. (1998) Orientation of anthracyclines in lipid monolayers and planar asymmetrical bilayers: a surface-enhanced resonance Raman scattering study, Biophys. J. 75,2368−2381.

146. Frezard F, Garnier-Suillerot A. (1991) DNA-containing liposomes as a model for the study of cell membrane permeation by anthracycline derivatives, Biochemistry 30, 5038−5043.

147. Harrigan P.R., Wong K.F., Redelmeier Т.Е., Wheeler J.J., Cullis P.R. (1993) Accumulation of doxorubicin and other lipophilic amines into large unilamellar vesicles in response to transmembrane pH gradients, Biochim. Biophys. Acta 1149, 329−338.

148. Chakrabarti A.C., Clark-Lewis I., Harrigan P.R., Cullis P.R. (1992) Uptake of basic amino acids and peptides into liposomes in response to transmembrane pH gradients, Biophys. J. 61, 228 234.

149. Maurer-Spurej E., Wong K.F., Maurer N., Fenske D.B., Cullis P.R. (1999) Factors influencing uptake and retention of amino-containing drugs in large unilamellar vesicles exhibiting transmembrane pH gradients, Biochim. Biophys. Acta 1416, 1−10.

150. Males R.G., Herring F.G. (1999) A 'H-NMR study of the permeation of glycolic acid through phospholipid membranes, Biochim. Biophys. Acta 1416, 333−338.

151. Осипова C.B. (1990) Ассоциативные свойства блок-сополимеров окиси этилена и окиси пропилена в водных растворах. Диссертация на соискание ученой степени кандидата химических наук, М.: МГУ.

152. Топчиева И. Н., Ефремова Н. В., Снитко Л. Э., Хворов Н. В. (1994) Термоиндуцированное комплексообразование между а-химотрипсином и амфифильным блок-сополимером., ДАН 339,498−502.

153. Топчиева И. Н., Сорокина Е. И., Курганов Б. И., Жулин В. М. (1996) Комплексообразование между а-химотрипсином и блок-сополимерами на основе окиси этилена и окиси пропилена, индуцируемое действием высоких давлений, Биохимия 61, 10 411 045.

154. Almeida N.L., Oliveira C.L., Torriani I.L., Loh W. (2004) Calorimetric and structural investigation of the interaction of lysozyme and bovine serum albumin with poly (ethylene oxide) and its copolymers, Colloids Surf. В Biointerfaces 38, 67−76.

155. Lojewska Z. and Loew L.M. (1987) Insertion of amphiphilic molecules into membranes is catalyzed by a high molecular weight nonionic surfactant, Biochim. Biophys. Acta 899, 104−112.

156. Топчиева И. Н., Осипова С. В., Банацкая М. И., Валькова JI.A. (1989) Мембранотропные свойства блок-сополимеров окиси этилена и окиси пропилена, ДАН СССР 308,910−913.

157. Firestone М.А., Wolf А.С., Seifert S. (2003) Small-angle X-ray scattering study of the interaction of poly (ethyleneoxide)-b-poly (propylene oxide)-b-poly (ethylene oxide) triblock copolymers with lipid bilayers, Biomacromolecules 4, 1539−1549.

158. Firestone M.A., Seifert S. (2005) Interaction of nonionic PEO-PPO diblock copolymers with lipid bilayers, Biomacromolecules 6,2678−2687.

159. Kostarelos K., Tadros Th.F., Luckham P.F. (1999) Physical conjugation of (tri-)block copolymers to liposomes toward the construction of sterically stabilized vesicle systems, Langmuir 15, 369−376.

160. Johnsson M., Silvander M., Karlsson G., Edwards K. (1999) Effect of PEO-PPO-PEO triblock copolymers on structure and stability of phosphatidylcholine liposomes, Langmuir 15, 6314−6325.

161. Bryskhe K., Schillen K., Loefroth J. -E., Olsson U. (2001) Lipid-block copolymer immiscibility, Phys. Chem. Chem. Phys. 3, 1303−1309.

162. Krylova OO, Pohl P. (2004) Ionophoric activity of pluronic block copolymers, Biochemistry 43, 3696−3703.

163. Atkinson T.P., Smith T.F., Hunter R.L. (1988) Histamine release from human basophils by synthetic block co-polymers composed of polyoxyethylene and polyoxypropylene and synergy with immunologic and non-immunologic stimuli, J. Immunol. 141, 1307−1310.

164. Wu G., Majewski J., Ege C., Kjaer K., Weygand M.J., Lee K.Y.C. (2004) Lipid corralling and poloxamer squeeze-out in membranes, Phys. Rev. Lett. 93, 28 101−1-28 101−4.

165. Jamshaid M., Farr S. J., Kearney P., Kellaway I. W. (1988) Poloxamer sorption on liposomes: comparison with polystyrene latex and influence on solute efflux, Int. J. Pharm. 48,125−131.

166. Silvander M. (2002) Steric stabilization of liposomes, Progr. Colloid Polymer Sci. 120, 35−40.

167. Chandaroy P., Sen A., Hui S.W. (2001) Temperature-controlled content release from liposomes encapsulating Pluronic F127, J. Control. Release 76,27−37.

168. Bergstrand N., Edwards K. (2004) Effects of poly (ethylene oxide)-poly (propylene oxide)-poly (ethylene oxide) triblock copolymers on structure and stability of liposomal dioleoylphosphatidylethanolamine, J. Colloid Interface Sci. 276,400−407.

169. Kaye S. and Merry S. (1985) Tumor cell resistance to anthracyclines. -a review, Pharmacol 14, 96−103.

170. Lage H. (2003) ABC-transporters: implications on drug resistance from microorganisms to human cancers, Int. J. Antimicrob. Agents 22,188−199.

171. Nielsen D, Skovsgaard T. (1992) P-glycoprotein as multidrug transporter: a critical review of current multidrug resistant cell lines, Biochim. Biophys. Acta 1139,169−183.

172. Akiama S. (1993) Molecular basis for resistance to anticancer agents and reversal of the resistance, Human Cell 6,1−6.

173. Damiani D., Michieli M., Michelutti A., Melli C., Cerno M., Baccarani M. (1993) D-verapamil downmodulates P-170 associated resistance to doxorubicin, daunorubicin and idarubicin, Anticancer Drug 4,173−180.

174. Hinderburg A.A., Baker M.A., Gleyzer E., Stevart V.J., Case N" Taub R.N. (1987) Effects of verapamil and other agents on the distribution on antracyclines and of reversal of drug resistance, Cancer Research 47,1421−1425.

175. Cornwell M.M., Pastan I., Gottesman M.M. (1987) Certain calcium channel blockers bind specifically to multidrug resistant human KB carcinoma membrane vesicles and inhibit drug binding to P-glycoprotein,/. Biol Chem. 262,2166−2170.

176. De Isabella P., Capranico G., Binaschi M., Tinelli S., Zunino F. (1990) Evidence of DNA-topoisomerase II-dependent mechanisms of multidrug resistance of P338 leukemia cells, Mol. Pharmacol. 37,11−16.

177. Gollapudi S., Patel K., Jain V., Gupta S. (1992) Protein kinase С isoforms in multidrug resistant P338/ADR cells: a possible role in daunorubicin transport, Cancer Lett. 62,69−75.

178. Versantvoort C.H.M., Broxterman H.J., Feller N., Dekker H., Kuiper C.M., and Lankelma J. (1992) Probing daunorubicin accumulation defects in non-P-glycoprotein expressing multidrug resistant cell lines using digitonin, Int. J. Cancer 50,906−911.

179. Munshi N., RapoportN., Pitt W.G. (1997) Ultrasonic activated drug delivery from Pluronic P-105 micelles, Cancer Lett. 118,13−19.

180. Husseini G.A., Myrup G.D., Pitt W.G., Christensen D.A., Rapoport N.Y. (2000) Factors affecting acoustically triggered release of drugs from polymeric micelles, J. Control. Release 69, 43−52.

181. Marin A., Muniruzzaman M., Rapoport N.Y. (2001) Mechanism of the ultrasonic activation of micellar drug delivery, J. Control. Release. 75, 69−81.

182. Rapoport N.Y., Herron J.N., Pitt W.G., Pitina L. (1999) Micellar delivery of doxorubicin and its paramagnetic analog, ruboxyl, to HL-60 cells: effect of micelle structure and ultrasound on the intracellular drug uptake, J. Control. Release 58,153−162.

183. Alakhov V.Y., Moskaleva E.Y., Batrakova E.V., Kabanov A.V. (1996) Hypersensitization of multidrug resistant human ovarian carcinoma cells by Pluronic P85 block copolymer, Bioconjugate Chem. 7, 209−216.

184. Batrakova E.V., Han H.Y., Miller D.W., Kabanov A.V. (1998) Effects of Pluronic® P85 unimers and micelles on drug permeability in polarized BBMEC and Caco-2 cells, Pharmaceutical Research 15, 1525−1532.

185. Batrakova E.V., Han H.Y., Alakhov V.Y., Miller D.W., Kabanov A.V. (1998) Effects of Pluronic® block copolymers on drug absorption in Caco-2 cell monolayers, Pharmaceutical Research 15, 850−855.

186. Alakhov V.Y., Klinsky E.Y., Li S., Pietrzynski G., Venne A., Batrakova E.V., Bronich Т., Kabanov A.V. (1999) Block copolymer-based formulation of doxorubicin. From cell screen to clinical trials, Colloid and Surfaces B: Biointerfaces 16,113−134.

187. Kabanov AV, Batrakova EV, Alakhov VY (2003) An essential relationship between ATP depletion and chemosensitizing activity of Pluronic block copolymers, J. Control. Release 91, 7583.

188. Coon J.S., Knudson W., Clodfelter K., Lu В., Weinstein R.S. (1991) Solutol HS 15, nontoxic polyoxyethylene esters of 12-hydroxystearic acid, reverses multidrug resistance, Cancer Research 51, 897−902.

189. Buckingham L.E., Balasubramanian M., Safa A.R., Shah H., Komarov P., Emanuele R.M., Coon J.S. (1996) Reversal of multi-drug resistance in vitro by fatty acid-PEG-fatty acid diesters, Int. J. Cancer 65, 74−79.

190. Friche E., Jensen P.B., Sehested M., Demant E.R., Nissen N.N. (1990) The solvents Cremohpor EL and Tween 80 modulate daunorubicin resistance in the multidrag resistant Ehrlich ascites tumor, Cancer Commun. 2, 297−303.

191. Batrakova E.V., Miller D.W., Li S., Alakhov V.Y., Kabanov A.V., Elmquist W.F. (2001) Pluronic P85 enhances the delivery of digoxin to the brain: in vitro and in vivo studies, J. Pharmacol. Exp. Ther. 296, 551−557.

192. Singh A., Thornton E.R., Westheimer F.H. (1962) The photolysis of diazoacetylchymotrypsin, J. Biol. Chem. 237, 3006−3008.

193. Bayley, H. (1983) in Photogenerated Reagents in Biochemistry and Molecular Biology. Laboratory Techniques in Biochemistry and Molecular Biology (eds. Work T.S., Burdon R.H.) vol. 12. Amsterdam/New York: Elsevier, Oxford, 187.

194. Chowdhry V., Westheimer F.H. (1979) Photoaffinity labeling of biological systems, Annu. Rev. Biochem. 48,293−325.

195. Schnapp K.A., Рое R., Leyva E., Soundararajan N., Platz M.S. (1993) Exploratory photochemistry of fluorinated aryl azides. Implications for the design of photoaffinity labeling reagents, Bioconjug. Chem. 4,172−177.

196. Тараненко M.B., Мчедлидзе M.T. (2002) Изучение кинетики фотолиза соединений, содержащих арил (трифторметил)диазириновую группу, Вестн. Моск. ун-та. Сер. 2. Химия. 43, 47−50.

197. Brunner J., Senn Н., Richards F.M. (1980) 3-Trifluoromethyl-3-phenyldiazirin, J. Biol. Chem. 255,3313−3318.

198. Kotzyba-Hibert F., Kapfer I., Goeldner M. (1995) Recent Trends in Photoaffinity Labeling, Ange. Chem. Int. Ed. Engl. 34,1296−1312.

199. Doring Т., Mitchell P., Osswald M., Bochkariov D., Brimacombe R. (1994) The decoding region of 16S RNA- a cross-linking study of the ribosomal A, P and E sites using tRNA derivatized at position 32 in the anticodon loop, EMBO J. 13,2677−2685.

200. Osswald M., Doring Т., Brimacombe R. (1995) The ribosomal neighbourhood of the central fold of tRNA: cross-links from position 47 of tRNA located at the A, P or E site, Nucleic Acids Res. 23, 4635−4641.

201. Stade K., Riens S., Bochkariov D., Brimacombe R. (1994) Contacts between the growing peptide chain and the 23S RNA in the 50S ribosomal subunit, Nucleic Acids Res. 22,1394−1399.

202. Brunner J. (1996) Use of photocrosslinkers in cell biology, Trends Cell. Biol. 6,154−157.

203. Fleming, S.A. (1995) Chemical reagents in photoaffinity labeling, Tetrahedron 51, 1 247 912 520.

204. Staros J.V., Bayley H., Standring D.N., Knowles, J.R. (1978) Reduction of aryl azides by thiols: implications for the use of photoaffinity reagents, Biochem. Biophys. Res. Commun. 80, 568 572.

205. Czarnecki J., Geahlen R., Haley, B. (1979) Synthesis and use of azido photoaffinity analogs of adenine and guanine nucleotides, Methods Enzymol. 56,642−653.

206. Tate J.J., Persinger J., Bartholomew B. (1988) Survey of four different photoreactive moities for DNA photoaffinity labeling of yeast RNA polymerase III transcription complexes, Nucleic Acids Research 26,1421−1426.

207. Дехант И., Данц P., Киммер В., Шмольке Р. (1976) Инфракрасная спектроскопия полимеров. М.: Химия, 300 с.

208. Ю. Ю. Лурье (1979) Справочник по аналитической химии. М. :Химия, 92−101.

209. Fields R. (1971) The measurement of amino groups in proteins and peptides, Biochem. J. 124, 581−590.

210. New R.R.C. (1990) Liposomes: a practical approach. Oxford: IRL Press, 318 p.

211. Plasek Y., Yarolim P. (1987) Interaction of the fluorescent probe l, 6-diphenyl-l, 3,5-hexatriene with biomembranes, Gen. Physiol. Biophys. 6, 425−437.

212. Shinitzky M., Inbar M. (1976) Microviscosity parameters and protein mobility in biological membranes, Biophys. Biochem. Acta 433,133−149.

213. Остерман Л. A. (1983) Исследование биологических макромолекул электрофокусированием, иммуноэлектрофорезом и радиоизотопными методами. М.: Наука, 304 с.

214. Walter А. (1985) Continuous mixing experiments allow to determine the size of binding sites for anthracyclines complexed to DNA, Biomed. Biochim. Acta 44, 1321−1327.

215. Mclntyre J.C., Sleight R.G. (1991) Fluorescence assay for phospholipid membrane asymmetry, Biochemistry 30,11 819−11 827.

216. Carmichael J., DeGraff W.D., Gazdar Adi.F., Minna J.D., Mitchell J.B. (1987) Chemosensitivity testing of human colorectal carcinoma cell lines using a tetrazolium-based colorimetric assay, Cancer Res. 47, 936−942.

217. Lowry O.H., Rosenbrought N.J., Farr A.L., Randall R.J. (1951) Protein mesuarement with the Folin phenol reagent, J. Biol. Chem. 193,265−275.

218. Folch J., Lees M., Sloane Stanley G.H. (1957) A simple method for the isolation and purification of total lipides from animal tissues, J. Biol. Chem. 226,497−509.

219. Cleveland D.W., Fischer S.G., Kirschner M.W., Laemmli U.K. (1977) Peptide mapping by limited proteolysis in sodium dodecyl sulfate and analysis by gel electrophoresis, J. Biol. Chem. 252,1102−1106.

220. Bonner W.M., Laskey R.A. (1974) A film detection method for tritium-labelled proteins and nucleic acids in polyacrylamide gels, Eur. J. Biochem. 46, 83−88.

221. Santos S.F., Zanette D., Fischer H., Itri R. (2003) A systematic study of bovine serum albumin (BSA) and sodium dodecyl sulfate (SDS) interactions by surface tension and small angle X-ray scattering, J. Colloid Interface Sci. 262,400−408.

222. Bradford M. (1976) A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding, Anal. Biochem. 12,248−254.

223. Дёмина T.B. (2007) Диссертация на соискание. канд. хим. наук. М.: МГУ.

224. Глебов Р. Н. (1987) Эндоцитоз и экзоцитоз. Сер.: Биохимия мембран (под ред. Болдырева А.А.) Кн.2. М.: Высш. шк., 95 с.

225. Биологические мембраны. Методы. (1990) ред. Финдлей Дж., Эванс У. М. :Мир, 424 с.

226. Beck-Sickinger A.G., Wieland Н.А., Brunner J. (1995) Synthesis, receptor binding, and crosslinking of photoactive analogues of neuropeptide Y, J. Recept. Signal Transduct. Res. 15, 473 485.

227. Abreu M.S.C., Estronca L.M.B.B., Moreno M.J., Vaz W.L.C. (2003) Binding of a fluorescent lipid amphiphile to albumin and its transfer to lipid bilayer membranes, Biophys. J. 84, 386−399.

228. Sotirhos N., Thorngren C., Herslof B. (1985) Reversed-phase high-performance liquid chromatographic separation and mass detection of individual phospholipid classes, J. Chromatogr. 557,313−320.

229. Krylova O.O., Melik-Nubarov N.S., Badun G.A., Ksenofontov A.L., Menger F.M., Yaroslavov A.A. (2003) Pluronic L61 accelerates flip-flop and transbilayer doxorubicin permeation, Chemistry 9,3930−3936.

230. Hollan S. (1996) Membrane fluidity of blood cells, Haematologia (Budap) 27,109−127.

231. Болдырев A.A., Прокопьева В. Д. (1985) Как регулируется активность мембранных ферментов, Науч. Докл. Высш. Школы. Виол. Науки, № 9,5−13.

232. Koynova R., Caffrey М. (1994) Phases and phase transitions of the glycoglycerolipids, Chem. Phys. Lipids 69,181−207.

233. Powell G.L., Hui S.W. (1996) Tetraoleoylpyrophosphatidic acid: a four acyl-chain lipid which forms a hexagonal II phase with high curvature, Biophys. J. 70,1402−1406.

234. Epand R.M., Epand R.F. (1994) Calorimetric detection of curvature strain in phospholipid bilayers, Biophys. J. 66,1450−1456.

235. Leventis R., Fuller N., Rand R.P., Yeagle P.L., Sen A., Zuckermann M.J., Silvius J.R. (1991) Molecular organization and stability of hydrated dispersions of headgroup-modified phosphatidylethanolamine analogues, Biochemistry 30, 7212−7219.

236. Pei В., Chen J. -W. (2003) More ordered, convex ganglioside-enriched membrane domains: the effects of GM1 on sphingomyelin bilayers containing a low level of cholesterol, J. Biochem. 134, 575−581.

237. Marsh D. (1996) Intrinsic curvature in normal and inverted lipid structures and in membranes, Biophys J. 70,2248−2255.

238. Cornell B. (1987) Gramicidin A phospholipid model systems, J. Bioenerg. Biomembr. 19, 655−676.

239. Engelke M., Bojarski P., Diehl H.A., Kubicki A. (1996) Protein-dependent reduction of the pyrene excimer formation in membranes, J. Membr. Biol 153,117−123.

240. Kim J.W., Dang C.V. (2006) Cancer’s molecular sweet tooth and the Warburg effect, Cancer Res. 66, 8927−8830.

241. Sirover M.A. (1997) Role of the glycolytic protein, glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase, in normal cell function and in cell pathology, J. Cell Biochem. 66, 133−140.

Заполнить форму текущей работой