Клетки-сателлиты спинального ганглия L5 в условиях постравматической регенерации седалищного нерва крысы

Тип работы:
Диссертация
Предмет:
Клеточная биология
Страниц:
135


Узнать стоимость

Детальная информация о работе

Выдержка из работы

Одной из актуальных проблем в нейрохирургии является восстановление периферического нерва после различных повреждений. Для поиска новых эффективных подходов в пластике периферических нервов необходимы сведения о механизмах контроля выживания нейронов. Проведены многочисленные исследования по изучению эффектов травмы периферического нерва на нейроны спинальных ганглиев (Shmalbruch Н. et al., 1984- Melville S. et al., 1989- Groves M. et al., 1997- Hart A.M. et al., 2008). При этом роль клеток-сателлитов этих ганглиев в посттравматических процессах практически не изучена. Клетки-сателлиты окружают перикарионы чувствительных нейронов и по цитогенезу и фенотипическим признакам рассматриваются как аналоги шванновских клеток (Stewart Н. et al., 1995- Челышев Ю. А. и др., 2000). Клетки-сатсллиты поддерживают выживание и дифференцированное состояние чувствительных нейронов (Рагинов И.С. и др., 2000- Pannese Е. et al., 2003), но лежащие в основе этих процессов механизмы изучены недостаточно. Состояние клеток-сагеллитов, в свою очередь, контролируется чувствительными нейронами. В ответ на повреждающий сигнал в нейронах возрастает экспрессия ряда нейротрофических факторов (Shi Т. et al., 1998- Xian С. et al., 1999), а клетки-сателлиты начинают пролиферировать (Vega J. et al., 1989- RamerM. et al., 2000). Данные о механизмах функционирования системы & laquo-нейрон — клетка-сателлит" в условиях посттравматической регенерации немногочисленны. Нейроны спинального ганглия различаются по фенотипическим свойствам, функциональным характеристикам и цитогенезу (Lawson S. et al., 1992- PetruskaJ. et al., 2000). По морфофункциональным критериям различают три основные популяции нейронов: малые, средние и большие. При травме периферического отростка нейроны, принадлежащие различным популяциям, выживают в разной степени (Ramer М. et al., 2000- Tandrup Т. et al., 2000). Это даёт основание полагать, что поведение клеток-сателлитов чувствительных нейронов различной спецификации в ответ на нейротравму также будет различаться. Объём популяции гибнущих нейронов зависит от характера травмы нерва и различается при персдавливании, перерезке и лигировании (Swett J. et al., 1995- Рагинов И. С. и др., 2001). После передавливания нерва большинство нейронов спинальных ганглиев крысы выживает (Swett J. et al., 1995). После перерезки седалищного нерва в спинальных ганглиях по данным разных авторов гибнет 9−37% нейронов (Shmalbruch Н., 1984- Arvidsson J. et al., 1986). Лигирование седалищного нерва вызывает гибель 50% нейронов (Tandrup Т. et al., 2000). От степени выживания нейронов зависит успех дальнейшей регенерации нерва и восстановление утраченных функций. Реакции клеток-сателлитов, окружающих чувствительные нейроны конкретных фенотипов, при различных видах повреждений периферического нерва в литературе практически не освещены. В связи с этим представляется актуальным получение новых данных о структуре и количестве клеток-сателлитов чувствительных нейронов конкретных популяций в условиях различных видов травмы периферического нерва. Понимание сути структурно-функциональных перестроек в системе & laquo-нейрон — клетка-сателлит", происходящих после травмы, поможет оценить роль клеток-сателлитов в процессе нейрорегенерации. Сведения о взаимоотношениях в системе & laquo-нейрон — клетка-сателлит" при различных методах стимулирования регенерации седалищного нерва могут быть использованы в качестве критерия для выбора оптимальной тканеинженерной конструкции при формировании кондуита нерва. Для повышения эффективности регенерации периферического нерва разрабатываются кондуиты с использованием новых биосовместимых материалов, клеточных технологий, противоапоптозных молекул, нейротрофических факторов и фармакологических стимуляторов. Одним из наиболее мощных источников нейротрофических факторов является эмбриональная нервная ткань (Murakami Т. et al., 2003). Имплантация в разрыв седалищного перва кондуита, содержащего эмбриональный спинной мозг крысы на стадии Е14, сдерживает посттравматическую гибель чувствительных нейронов реципиента и стимулирует регенерацию нервных волокон (RaginovI.S. et al., 2007). Кроме биологических тканей, в качестве содержимого кондуитов используют синтетические биоматериалы. Вопрос о том, что эффективнее для роста аксонов и выживания нейронов, природные биоматериалы или синтетические биосовместимые материалы, активно дискутируется. Однако, как подобное стимулирование регенерации нерва проявляется на уровне клеток-сателлитов, остаётся неизученным. Данные о количестве и реакциях клеток-сателлитов, их взаимоотношениях с чувствительными нейронами спинального ганглия в условиях стимулирования постгравматической регенерации, помогут глубже понять механизмы функционирования этих клеток и их шел ад в процесс регенерации.

Научная новизна.

Впервые показаны различия в постгравматическом изменении структуры и количества клеток-сателлитов при передавливании, перерезке и лигировании нерва. Установлено, что степень увеличения количества клеток-сателлитов, соответствующих нейронам различных популяций, связана с выраженностью постгравматической гибели этих нейронов. Для более чувствительных к травме малых нейронов установлено максимальное увеличение численности клеток-сателлитов. Впервые на модели формирования кондуита нерва с эмбриональным спинным мозгом и биосовместимым гелем на основе карбоксиметилцеллюзы получены структурные и количественные характеристики поведения клеток-сателлитов. Установлено, что более выраженное увеличение количества клеток-сателлитов на ранних сроках после травмы обеспечивает наибольший уровень выживания чувствительных нейронов. Впервые охарактеризованы морфологические перестройки в клетках-сателлитах и усиление взаимодействий между ними и нейронами в условиях регенерации нерва при различных видах травмы, а также при формировании кондуита перва. Научно-практическая значимость.

Полученные результаты значимы для понимания механизмов функционирования системы & laquo-нейрон — клетка-сателлит" при травме периферического нерва. Количество и реакция клеток-сателлитов является надёжным критерием для выбора оптимальной тканеинженерпой конструкции для устранения дефекта нерва и стимулирования его регенерации. Полученные в работе данные о реакциях клеток-сателлитов в условиях де- и регенерации чувствительных нервных волокон могут быть учтены в разработке новых методов нервной пластики для повышения эффективности регенерации периферического нерва. Цель и задачи исследования.

Цель работы — изучение реакции клеток-сателлитов и их взаимоотношений с чувствительными нейронами спинального ганглия в ходе постгравматической регенерации периферического нерва крысы.

В соответствии с целью были поставлены следующие задачи:

1. Провести сравнительный анализ количества и структуры клеток-сателлитов больших, средних и малых нейронов спинального ганглия L5 крысы в условиях передавливания, перерезки и лигирования седалищного нерва.

2. Оценить количество и структуру клеток-сателлитов спинального ганглия крысы в условиях преодоления диастаза нерва при помощи тубуляции с эмбриональным спинным мозгом.

3. Исследовать структурные особенности и количество клеток-сателлитов в условиях реконструкции тканевого матрикса в потенциальном пространстве роста регенерирующих нервных волокон с помощью тубуляции с биосовместимым материалом карбоксиметилцеллюлозой.

Положения, выносимые на защиту

1. Изменения в количестве и структуре клеток-сателлитов спинального ганглия L5 различаются для популяций больших, средних и малых чувствительных нейронов при передавливании, перерезке и лигировании седалищного нерва и служат надёжным критерием для оценки эффективности его регенерации.

2. Реконструкция тканевого матрикса в потенциальном пространстве роста афферентных нервных волокон и нейротрофическое стимулирование их регенерации влияет на структуру и количество клеток-сателлитов, и их коммуникации с нейронами.

выводы

Клетки-сателлиты чувствительных нейронов спинального ганглия L5 реагируют на травму седалищного нерва увеличением количества и структурными перестройками.

Посттравматические изменения в структуре и количестве клеток-сателлитов различаются для чувствительных нейронов конкретных популяций. Максимальное увеличение численности популяции клеток-сателлитов отмечено для более чувствительных к травме нерва малых нейронов.

Изменения в структуре и количестве клеток-сателлитов зависят от вида травмы периферического нерва. Максимально выраженное изменение структуры и увеличение количества клеток-сателлитов обнаружено при лигировании нерва? что сопровождается более массированной гибелью нейронов.

Перестройки структуры нейронов и их клеток-сателлитов свидетельствуют об активных коммуникациях между клетками спинального ганглия в условиях регенерации периферического нерва. Преодоление разрыва седалищного нерва путем тубуляции с эмбриональной нервной тканью характеризуется выраженным увеличением количества клеток-сателлитов на ранних сроках после операции и последующим увеличением выживания чувствительных нейронов.

При реконструкции тканевого матрикса в пространстве роста регенерирующих нервных волокон при помощи биосовместимого материала карбоксиметил целлюлозы уровень коммуникационных взаимодействий клеток-сателлитов с нейронами повышается и увеличивается выживание нейронов.

Состояние и количество клеток-сателлитов в спинальных ганглиях служит надежным критерием в оценке эффективности регенерации периферического нерва.

ПоказатьСвернуть

Содержание

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Клетки-сателлиты чувствительных нейронов крысы

1.1.1. Морфология и фенотипическая характеристика клеток-сателлитов и их взаимоотношения с нейронами спинального ганглия

1.1.2. Пластичность клеток-сателлитов спинального ганглия после повреждения нерва

1.1.3. Роль клеток-сателлитов в предотвращении гибели нейронов в ответ на действие повреждающего сигнала

1.2. Фенотипические характеристики и классификация нейронов спинального ганглия крыс

1.3. Влияние различных видов травмы седалищного нерва на выживание нейронов спинального ганглия крысы

1.4. Стимулирование регенерации путём преодоления дефекта нерва при помощи вставки в разрыв нерва различных кондуитов

1.4.1 Биосовместимые и биодеградируемые материалы

1.4.2 Биоструктуры для создания стенки кондуита

1.4.3 Содержимое кондуита нерва как матрикс для роста регенерирующих нервных волокон

1.4.4 Стимуляция постгравматической регенерации нерва путём тубуляции с эмбриональной нервной тканью

2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

2.1. Экспериментальные группы

2.2. Операции на седалищном нерве

2.3. Забор материала

2.4 Гистологические и микроскопические исследования

2.5 Морфометрия и статистическая обработка

3. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

3.1. Структура клеток-сателлитов и их взаимоотношение с 50 чувствительными нейронами в интактных спинальных ганглиях

3.2. Клетки-сателлиты нейронов различных популяций в условиях 53 передавливания и перерезки седалищного нерва на 30 и 90 сутки после травмы

3.3. Клетки-сателлиты нейронов различных популяций в условиях 63 лигирования седалищного нерва на 30 и 90 сутки после травмы

3.4 Количество клеток-сателлитов и выживание нейронов различных 71 популяций при различных видах травмы нерва

3.5 Площадь перикарионов нейронов и клеток-сателлитов в условиях 73 регенерации нерва в условиях различных типов травмы седалищного нерва

3.6 Реакция клеток-сателлитов в условиях стимулирования 75 регенерации седалищного нерва путем тубуляции с эмбриональной нервной тканью

3.7 Реакция клеток-сателлитов на стимуляцию регенерации нерва, 78 путем тубуляции с карбоксиметилцеллюлозой

3.8 Количество клеток-сателлитов в условиях тубуляции 85 периферического нерва

3.9 Состояние тканевого матрикса в пространстве роста аксонов в 89 условиях тубуляции нерва

4 ОБСУЖДЕНИЕ

4.1 Клетки-сателлиты чувствительных нейронов всех популяций 94 реагируют на травму нерва увеличением количества и структурными перестройками

4.2 Постгравматические изменения в количестве клеток-сателлитов 100 различаются для чувствительных нейронов конкретных популяций и зависят от вида травмы афферентных проводников^ а также, могут быть связаны с различным количеством гибнущих нейронов, принадлежащих конкретным популяциям 43 Морфофункциональное состояние нейронов и клеток-сателлитов

4.4 Реакция клеток-сателлитов на стимулирование регенерации 106 путём реконструкции тканевого матрикса при помощи тубуляции с карбоксиметилцеллюлозой

4.5 Стимуляция регенерации нерва путём тубуляции с 107 эмбриональной нервной тканью

ВЫВОДЫ

Список литературы

1. Александровская, М. М. Морфологическая перестройка нейроглии в условиях усиленного функционирования нервных центров. /Александровская М.М., Бразовская Ф. А., Гейнисман Ю. А. и др. // Докл. АН СССР. — 1968. — Т. 180. — вып. 3. — с. 719−725.

2. Алиев, М. А. Микрохирургические реконструктивно-восстановительные операции при травматических повреждениях периферических нервов / М. А. Алиев, К. К. Ахметов, В. И. Ченцов, О. В. Горгоц // Вопросы нейрохирургии им. Бурденко 1989. — № 6. — с. 15−16.

3. Григорович, К. А. Хирургическое лечение повреждений нервов / К. А. Григорович // Медицина. — 1981. — с. 154−157.

4. Гришин, А. В. Нейрохирургическая практика при различных повреждениях нервного волокна / А. В. Гришин // Вопросы нейрохирургии им. Бурденко. — 1993. -№ 4. -с. 128−135.

5. Ермолин, И. Л. Структурные основы пластичности спинномозгового узла при его аутопластике в спинной мозг / Ермолин, И.Л. // Нижегородский мед. журналю 2004. — № 4. — с. 30−35.

6. Рагинов, И. С. Влияние ксимедона на посттравматическое выживание чувствительных нейронов / Рагинов И. С., Челышев Ю. А. // Бюллетень экспериментальной биологии и медицины. — 2000. Т. 129. — № 3. — с. 256 259.

7. Рагинов И. С. Посттравматическое выживание чувствительных нейронов различных субпопуляций / И. С. Рагинов, Ю. А. Челышев // Морфология. — 2003. Т. 124. — № 4. — с. 47−50.

8. Ройтбак, А. И. Глия и ее роль в нервной деятельности. / Ройтбак А. И // СПб.:. Наука.- 1993. -351 с.

9. Челышев, Ю. А. Факторы поддержания регенерации периферических нервов / Челышев Ю. А. // Успехи физиологических наук. 1995. — Т. 26. — с. 57−77.

10. Челышев, Ю. А. Развитие, фенотипическая характеристика и коммуникации шванновских клеток / Ю. А. Челышев, К. И. Сайткулов // Успехи физиологических наук. 2000. — Т. 31. — с. 54−69.

11. Челышев, Ю. А. Экспериментальное обоснование применения кондуитов нерва. / Ю. А. Челышев, А. А. Богов // Неврологический вестник (журнал им. В.М. Бехтерева) 2008. — Т. 40. — № 4. — с. 101−109.

12. Чумасов, Е. И. Имплантация эмбриональных закладок неокортекса и спинного мозга в поврежденный седалищный нерв взрослой крысы / Е. И. Чумасов // Бюллетень экспериментальной биологии и медицины. — 1990. -Т. 121. № 8. -с. 198−201.

13. Шидловский, Ю. В. Генетика / Шидловский Ю. В., Набирочкина Е. Н. // Наука-2005. -Т. 41. -№ 7. -с. 884−892.

14. Ярыгин, В. Н. Тканевые клеточные системы основа медицинских клеточных технологий нового поколения: контуры идеологии / Ярыгин В. Н. // Вестник рос. Акад. Мед. Наук. — 2004. — Т. 9. — с. 12−19.

15. Acheson, A. A BDNF autocrine loop in adult sensory neurons prevents cell death. / Acheson A., Conover J., Fandl J., DeChiara T. // Nature. 1995. — Vol. 374. -P. 450−453.

16. Ahmed, Z. Nerve growth factor enhances peripheral nerve regeneration in non-human primates / Z. Ahmed, R.A. Brown, C. Wiberg, G. Terenghi // Plast. Reconstr. Surg. Hand Surg. 1999. — Vol. 33. — P. 393−401.

17. Membrane potential oscillations in dorsal root ganglion neurons: role in normal electrogenesis and neuropathic pain / RJ. Amir, M. Michaelis, M. Devor // Neurosci.- 1999-Vol. 19-№ 19-P. 8589−8596.

18. Arvidsson, J. A quantitative study of the effects of neonatal capsaicin treatment and of subsequent peripheral nerve transection in the adult rat / Arvidsson J., Ygge J. //Brain Res. 1986. — Vol. 5397 -№ 1. — P. 130−136.

19. Averill, S. Immunocytochemical localization of trkA receptors in chemically identified subgroups of adult rat sensory neurons / Averill S., McMahon S., Clary D. et al. // Eur. J. Neurosci. -1995. Vol. 7. — P. 1484−1494.

20. Baez, J.C. Embryonic cerebral cortex cells retain CNS phenotypes after transplantation into peripheral nerve / J.C. Baez, S. Gajavelli, C.K. Thomas, R.M. Grumbles, B. Aparicio, D. Byer, P. Tsoulfas // Exp. Neurol. 2004. — Vol. 189. -№ 2. -P. 422−425.

21. Bakshi, A. Mechanically engineered hydrogel scaffolds for axonal growth and angiogenesis after transplantation in spinal cord injury / A. Bakshi, O. Fisher, T. Dagci, B.T. Himes, I. Fischer, A. Lowman // Neurosurg. Spine 2004. — Vol. 1 -P. 322−329.

22. Bisby, M.A. Dependence of GAP43 (B50, Fl) transport on axonal regeneration in rat dorsal root ganglion neurons / M.A. Bisby // Brain Res. — 1988. — Vol. 16. -№ 1. -P. 157−161.

23. Brandt, K. The effects of cisplatinum and vincristine on peripheral nerve regeneration. / K. Brandt, G.R. Evans, M. Johnson, A. Giirlek, R. Lohman, A.

24. Nabawi, J. Williams, J. Hodges, C.W. Patrick // Plast. Reconstr. Surg. 1999 -Vol. 104. -P. 464−469.

25. Bradbury, E.J. The expression of P2X3 purinoreceptors in sensoiy neurons: effects of axotomy and glial-derived neurotrophic factor. / E.J. Bradbury, G. Burnstock, S.B. McMahon //Mol Cell Neurosci. 1998. — Vol. 12 — № 4−5 -P. 256−268.

26. Bunting, S. Bioresorbable glass fibres facilitate peripheral nerve regeneration / S. Bunting, L. Di Silvio, S. Deb, S. Hall, J. Hand Surg // J. Hand Surg. 2005. -Vol. 30. — № 3. — P. 242−247.

27. Bursch, W. Cell death by apoptosis and its protective role against disease. / W. Bursch, F. Oberhammer, R. Schulte-Hermann // Trends Pharmacol. Sci. — 1992. — Vol. 13. -P. 245−251.

28. Campana, W.M. Identification of PINCH in Schwann cells and DRG neurons: shuttling and signaling after nerve injury / W. M Campana ., R.R. Myers, A. Rearden // Glia. 2003. — Vol. 41 — P. 213−223.

29. Cardenas M. Molecular mechanisms of immunosuppression by cyclosporine, FK506, and rapamycin / M. Cardenas, D. Zhu, J. Heitman // Curr. Opin. Nephrol. Hypertens. 1995. — Vol. 4. — № 6. — P. 472−477.

30. Ceballos, D. Morphometric and ultrastructural changes with ageing in mouse peripheral nerve / D J. Ceballos, E. Cuadras, X. Verdu, Navarro // J. Anat. 1999. -Vol. 195. -P. 563−576.

31. Cece, R. Ultrastructural aspects of DRG satellite cell involvement in experimental cisplatin neuronopathy / R. Cece, M.G. Petruccioli, G. Pizzini, G. Cavaletti, G. Tredici // J Submicrosc Cytol Pathol. 1995. — Vol. 27. — № 4. — P. 417−425.

32. Chalfoun, С. T. Tissue engineered nerve constructs: where do we stand? / G. A. Wirth, G. R. D. Evans // J. Cell. Mol. Med. 2006 — Vol. 10 — № 2 — P. 309−317.

33. Chen, С. A P2X purinoceptor expressed by a subset of sensory neurons /Chen C., Akopian A., Sivilotti L., Colquhoun D., Burnstock G., Wood J. // Nature. 1995. -Vol. 377. -P. 428−431.

34. Chen, Z.Y. Glial cell line-derived neurotrophic factor enhances axonal regeneration following sciatic nerve transection in adult rats / Y.F. Chai, L. Cao, C.L. Lu, C. He // Brain Res. 2001. — Vol. 1. — № 902. — P. 272−276.

35. Chen, H.H. The use of collagen polymer tube and fibrin clot in peripheral nerve repair / H.H. Chen, H.M. Liu // Proc. Natl. Sci. Counc. Repub. China B. 1994. -Vol. 18. -P. 58−63.

36. Cherkas, P. S. The effects of axotomy on neurons and satellite glial cells in mouse trigeminal ganglion / P. S. Cherkas, T.Y. Huang, T. Pannicke, M. Tal, A. Reichenbach, M. Hanani // Pain. 2004. — Vol. 110. — № 1−2. — P. 290−298.

37. Chessell, I.P. Disruption of the P2X7 purinoceptor gene abolishes chronic inflammatory and neuropathic pain / I.P. Chessell., J.P. Hatcher, C. Bountra, A.D. Michel // Pain. 2005. — Vol. 114. — № 3. — P. 386−396.

38. Chiang, H. Reinnervation of muscular targets by nerve regeneration through guidance conduits / Hou-Yu Chiang, H. Chien, H. Shen, J. Yang, Y. Chen, J. Chen, S. Hsieh // J. Neuropathol Exp Neurol. 2005. — Vol. 64. — P. 576−587.

39. Choi, B.H. Autologous fibrin glue in peripheral nerve regeneration in vivo / B.H. Choi, S.G. Han, S. II. Kim, S. J Zhu, J.Y. Huh, J.H. Jung, S.H. Lee, Kim B.Y. // Microsurgery. 2005. — Vol. 25. — P. 495−499.

40. Chopra B. Cyclooxygenase-1 is a marker for a subpopulation of putative nociceptive neurons in rat dorsal root ganglia / B. Chopra, S. Giblett, J. Little // Eur. J. Neurosci. 2000. — Vol. 12. — P. 3911−3920.

41. Clavijo-Alvarez, J.A. Comparison of biodegradable conduits within aged rat sciatic nerve defects / J.A. Clavijo-Alvarez, V.T. Nguyen, L.Y. Santiago, J.S. Doctor, W.P. Lee, K.G. Marra // Plast. Reconstr. Surg. 2007. — Vol. 119. — P. 1839−1851.

42. Colomar, A. The immune status of Schwann cells: what is the role of the P2X7 receptor? / Colomar A, Marty V., Combe C., Medina C., Pamet P.J. // Soc Biol. -2003. -Vol. 197. -№ 2. -P. 113−122.

43. Corsetti, G. Ultrastractural study of the alterations in spinal ganglion cells of rats chronically fed on ethanol / Corsetti G., Rezzani R., Rodella L., Bianchi R. // Ultrastruct. Pathol. 1998. — Vol. 22. — № 4. -P. 309−319

44. Cuevas, P. Peripheral nerve regeneration by bone marrow stromal cells /Р. Cuevas, F. Carceller, M. Dujovny, I. Garcia-Gomerz, B. Cuevas, R. Gonzar-lez-Corrochano, D. Gonzarlez, D. Reimers // NeurolRes. — 2002. — Vol. 24. — P. 634−638.

45. Dahlin, L.B., Tissue response to silicone tubes used to repair human median and ulnar nerves / L.B. Dahlin, L. Anagnostaki, G. Lundborg // Scand. J. Plast. Reconstr. Surg. Hand Surg. 2001. — Vol. 35. -P. 29−34.

46. Damodaram, S Tonabersat inhibits trigeminal ganglion neuronal-satellite glial cell signaling / S. Damodaram, S. Thalakoti, S.E. Freeman, F.G. Garrett, P.L. // Headache. 2009. — Vol. 49. — № 1. — P. 5−20.

47. Dezawa, M. Sciatic nerve regeneration in rats induced by transplantation of in vitro differentiated bone-marrow stromal cells / M. Dezawa, I. Takahashi, M. Esaki, M. Takano, H. Sawada // Eur. J. Neurosci 2001. — Vol. 14. — P. 17 711 776.

48. Dublin, P. Satellite glial cells in sensory ganglia: their possible contribution to inflammatory pain / Dublin P., Hanani M. // Brain Behav. Immun. 2007. — Vol. 21. -№ 5. -P. 592−598.

49. Ekstrom, P. Neurones and glial cells of the mouse sciatic nerve undergo apoptosis after injury in vivo and in vitro / P. Ekstrom // Neuroreport. 1995. — Vol. 9. -P. 1029−1032.

50. English, A.W. Enhancing axon regeneration in peripheral nerves also increases functionally inappropriate reinnervation of targets / A.W. English // Сотр. Neurol. 2005 — Vol. 3. — P. 427−441.

51. Farinas I. Severe sensory and sympathetic deficits in mice lacking neurotrophin-3 /1. Farinas et al. // Nature. 1994. — Vol. 369. — P. 658−661.

52. Friede, R.L. Responses of thymidine labeling of nuclei in gray matter and nerve following sciatic transection / R.L. Friede, M.A. Johnstone // Acta Neuropathol -1967. -Vol. 7. -P. 218−231.

53. Garrett, F.G. Differential expression of connexins in trigeminal ganglion neurons and satellite glial cells in response to chronic or acute joint inflammation / F.G. Garrett, P.L. Durham. // Neuron Glia-Biol. 2009. — Vol. 13. — P. 1−12.

54. Gill, J.S. Paracrine production of nerve growth factor during rat dorsal root ganglion development / J.S. Gill, A.J. Windebank // Neurosci Lett. 1998. -Vol. 251. -№ 3. -P. 149−152.

55. Goldberg, J. The relationship between neuronal survival and regeneration / J. Goldberg, B. Barres // Annu. Rev. Neurosci. 2000. — Vol. 23. — P. 579−612.

56. Gosk, J. The use of the fibrin glue in the peripheral nerves reconstructions / J. Gosk, M. Knakiewicz, R. Wiacek, P. Reichert // Polim. Med. 2006. — Vol. 36. -P. 11−15.

57. Groves, M. Axotomy-induced apoptosis in adult rat primary sensory neurons / M. Groves, T. Christopherson, B. Giometto, F. Scaravilli // J. Neurocytol. 1997. -Vol. 26. -P. 615−624.

58. Grumbles, R.M. Neurotrophic factors improve motoneuron survival and function of muscle reinnervated by embryonic neurons / R.M. Grumbles, S. Sesodia, P.M. Wood, C.K. Thomas // J Neuropathol Exp Neurol. 2009. — Vol. 68. — № 7. — P. 736−746

59. Hammarberg, H. GDNF mRNA in Schwann cells and DRG satellite cells after chronic sciatic nerve injury / Hammarberg H., Piehl F., Cullheim S., Fjell J., Hokfelt Т., Fried K. // Neuroreport. 1996. — Vol. 7. — P. 857−860.

60. Hanani, M. Glial cell plasticity in sensory ganglia induced by nerve damage / M. Hanani ., T.Y. Huang, P. S. Cherkas, M. Ledda, E. Pannese // Neuroscience. -2002. Vol. 114. — № 2. — P. 279−283.

61. Hanani, M. Satellite glial cells in sensory ganglia: from form to function / M. Hanani // Brain Res. Rev. 2005. — Vol. 48. — № 3. — P. 457−476.

62. Haro, J. Immunohistochemical study of sensory nerve formations in human glabrous skin / J. Haro, J. Vega, M. Del Valle, B. Calzada, D. Zaccheo, L. Malinovsky // European J. Morphology. 1991. — Vol. 29. — № 4. — P. 271−284.

63. Hart, A.M. Terenghi G, Wiberg M. Neuronal death after peripheral nerve injury and experimental strategies for neuroprotection. / A.M. Hart, Terenghi G, Wiberg M. //Neurol Res. 2008. — Vol. 30. -№ 10. -P. 999−1011.

64. He, M.L. Role of nucleotide P2 receptors in calcium signaling and prolactin release in pituitary lactotrophs / He M.L., Gonzalez-lglesias A.E., Stojilkovic S.S. // J Biol Chem. 2003. — Vol. 278. — № 47. — P. 46 270−46 277.

65. Heine, W. Transplanted neural stem cells promote axonal regeneration through chronically denervated peripheral nerves / W. Heine, K. Conant., J.W. Griffin // Exp. Neurol. 2004. — Vol. 189. — № 2. — P. 231−240.

66. Hide, I. Extracellular ATP triggers tumor necrosis factor-alpha release from rat microglia / I. Hide, M. Tanalca, A. Inoue et al. // J Neurochem. 2000. — Vol. 75. -№ 3. — P. 965−972.

67. Hollins, В. Heterologous expression of a P2x-Purinoceptor in rat chromaffin cells detects vesicular ATP release / Hollins B, Ikeda SR // J Neurophysiol. 1997. -Vol. 78. -P. 3069−3076.

68. Hood, B. Transplantation of autologous Schwann cells for the repair of segmental peripheral nerve defects / B. Hood, H.B. Levene, A.D. Levi // Neurosurg Focus. 2009. — Vol. 26. — № 2. — P. 4.

69. Huai-Zhen, R. Localization of P2X and P2Y receptors in Dorsal Root Ganglion of the cat / Huai-Zhen R., Lori В., William C. et al. // J. Histochem. End Citochem. -2005. -Vol. 53. -№ 10. -P. 1273−1282.

70. Huang, T. Morphological and electrophysiological changes in mouse dorsal root ganglia after partial colonic obstruction / T. Huang, M. Hanani // Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol. 2005. — Vol. 289 — P. 670−678.

71. Huang, T.Y. Aging is associated with an increase in dye coupling and in gap junction number in satellite glial cells of murine dorsal root ganglia / T.Y. Huang, M. Hanani, Ledda M. De. et al. // Neuroscience. 2006. — Vol. 137. -№ 4. -P. 1185−1192.

72. Ibragimov Sh. L, Ogleznev K. Ya., Khalikov V.A. // In Book: Abstracts 9th European Congress of Neurosurgery. — Moscow. — 1991. — P. 271.

73. Inoue, K. ATP receptors in pain sensation: Involvement of spinal microglia and P2X (4) receptors. / K. Inoue, M. Tsuda, S. Koizumi // Purinergic Signal. 2005. -Vol.1. -№ 2. -P. 95−100.

74. Inoue, K. ATP receptors in the pain signaling: glial contribution in neuropathic pain. In: Interaction Between Neurons and Glia in Aging and Disease / K. Inoue // Springer Science. 2007. — P. 464−477.

75. Jo, Y.H. Coordinate Release of ATP and GAB A at In Vitro Synapses of Lateral Hypothalamic Neurons / Y.H. Jo, L.W. Role // J Neurosci Vol. 200 222.1. Р. 4794−4804.

76. Jubran, M. Repair of peripheral nerve transections with fibrin sealant containing neurotrophic factors / M. Jubran, J. Widenfalk // Exp. Neurol. — 2003 Vol. 181. — P. 204−212.

77. Kameda, Y. Immunoelectron microscopic localization of vimentin in sustentacular cells of the carotid body and the adrenal medulla of guinea pigs / Y. Kameda // J. Histochem. Cytochem. 1996. — Vol. 44. — № 12.- - P. 1439−1449.

78. Kawasaki, Y. Distinct roles of matrix metalloproteases in the early- and late-phase development of neuropathic pain / Y. Kawasaki, Z.Z. Xu, X. Wang, J.Y. Park, et al. // Nat Med. -'2008. Vol. 14. — № 3. — P. 331−336.

79. Kelleher, M. The use of conventional and invaginated autologous vein grafts for nerve repair by means of entubulation / M. Kelleher, R. Al Abri, M. Eleuterio et al. //Br. J. Plast. Surg. 2001. — Vol. 54. -№l. -P. 53−57.

80. Kishi M. Morphometry of dorsal root ganglion in chronic experimental diabetic neuropathy / M. Kishi // Diabetes. 2002. — Vol. 51. — P. 819−824.

81. Kobayashi, S. Development of unmyelinated fibers in peripheral nerve an immunohistochemical and electronmicroscopic study / S. Kobayashi, K. Suzuki // Brain Dev 1990. — Vol. 12. — № 2. — P. 237−246.

82. Langone, F. Peripheral nerve repair using a poly (organo)phosphazene tubular prosthesis /F. Langone, S. Lora, F. Veronese, P. Caliceti, P. Parnigotto, F. Valenti, G. Palma // Biomaterials. 1995. — Vol. 16. — № 5. — P. 347−353.

83. Lawson, S. Morphological and biochemical cell types of sensory neurons / S. Lawson // New York, Oxford Univ. Press. 1992. — P. 27−59.

84. Ledda, M. Augmentation in gap junction-mediated cell coupling in dorsal root ganglia following sciatic nerve neuritis in the mouse /Ledda M, Blum E, De Palo S, Hanani M //Neuroscience. 2009. — Vol. 164. -№ 4. — P. 1538−1545.

85. Lekan, H. Loss of dorsal root ganglion cells concomitant with dorsal root axon sprouting following segmental nerve lesions / H. Lekan, K. Chung, Y. Yoon, J. Chung, R. Coggeshall //Neuroscience. 1997. — Vol. 81. — P. 527−534.

86. Lee, S. Expression of nerve growth factor in the dorsal root ganglion after peripheral nerve injury / S. Lee, H. Shen, G. Taglialatela, J. Chung, K. Chung // Brain. Res. 1998. — Vol. 796. — P. 99−106.

87. Lewis, C. Coexpression of P2X2 and P2X3 receptor subunits can account for ATP-gated currents in sensory neurons / C. Lewis, S. Neidhart, C. Holy, R. North, G. Buell, A. Surprenant // Nature. 1995. — Vol. 377. — P. 432−435.

88. Li C. Distinct ATP-activated currents in different types of neurons dissociated from rat dorsal root ganglion / C. Li et al. // Neurosci. Lett. 1999. — Vol. 263, — № 1. — P. 57−60.

89. Liebl D. Loss of brain-derived neurotrophic factor-dependent neural crest-derived sensory neurons in neurotrophin-4 mutant mice / D. Liebl et al. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2000. — Vol. 97. — P. 2297−2302.

90. Lo, A. Ciliary neurotrophic factor promotes the survival of spinal sensory neurons following axotomy but not during the period of programmed cell death / A. Lo, L. Li, ROppenheim, et al. // Exp. Neurol. 1995. — Vol. 134. — № 1. — P. 49−55.

91. Liu, W. The occurrence of nitric oxide synthase-containing axonal baskets surrounding large neurons in rat dorsal root ganglia after sciatic nerve ligation / W. Liu, K. Hirata, M. Kawabuchi // Arch Histol Cytol. 2005. — Vol. 68. — № 1. -P. 29−40.

92. Lu, X. Inflammation near the nerve cell body enhances axonal regeneration / X. Lu, P.M. Richardson // J Neurosci. 1991 — Vol. 11 — № 4 — P. 972−978.

93. Lu, P. BDNF-expressing marrow stromal cells support extensive axonal growth at sites of spinal cord injury / P. Lu, L.L. Jones, M.H. Tuszynski // Exp. Neurol. — 2005. -Vol. 191.- № 2. -P. 344−360.

94. Ma, Q. Vanilloid receptor homologue, VRL1, is expressed by both A- and C-fiber sensory neurons / Q. Ma // Neuroreport. 2001. — Vol. 2. — № 17. — P. 36 933 695.

95. Ueda, Т. Nakamura, К. Endo, Y. Shimizu // Brain Res. 2000. — Vol. 868. -P. 315−328.

96. McKay, II.A. Primary sensory neurons and satellite cells after peripheral axotomy in the adult rat: timecourse of cell death and elimination / H.A. McKay, T. Brannstrom, M. Wiberg et al. // Exp. Brain. Res. 2002. -Vol. 42. -P. 308−318.

97. McMahon S. Expression and coexpression of Trk receptors in subpopulations of adult primary sensory neurons projecting to identified peripheral targets / S. McMahon, et al. // Neuron. 1994. -Vol. 12. — P. 1161−1171.

98. Melville, S. Preservation of transected nerve in an impermeable tube / S. Melville, T. Sherburn, R. Coggeshall // Exp. Neurol. 1989. — Vol. 105. — P. 311 315.

99. Miao, P. Axotomy-induced up-regulation of tumor necrosis factor-alpha in the dorsal root ganglia / P. Miao, K. Madec, Y. Gong, H. Shen, D. Eisenstat et al. // Neurol Res. 2008. — Vol. 30. — № 6. — P. 623−631.

100. Millesi, H. The interfascicular nerve grafting of the median and ulnar nerves / H. Millesi, G. Meissl, A. Berger// Bone and Joint Surg. 1972. — Vol. 54a. -№ 4. — P. 727−750.

101. Miyagi, M. Up-regulation of TNFalpha in DRG satellite cells following lumbar facet joint injury in rats / M. Miyagi, S. Ohtori, T. Ishikawa, Y. Aoki // Eur Spine J. 2006. — Vol. 29. — P. 953−958.

102. Molliver, D.C. IB4 binding DRG neurons switch from NGF to GDNF dependence in early postnatal life / D.C. Molliver, D.E. Wright, M.L. Leitner // Neuron 1997. -Vol. 19. -№ 4. -P. 4849−4861.

103. Morrison, S.J. Prospective identification, isolation by flow cytometry, and in vivo self-renewal of multipotent mammalian neural crest stem cells / S.J. Morrison,

104. P.M. White, С. Zock, D.J. Anderson// Cell. 1999. — Vol. 96. — № 5. — P. 737 749.

105. Mu X. Neurotrophin receptor genes are expressed in distinct patterns in developing dorsal root ganglia / X. Mu // J. Neurosci. 1993. — Vol. 13. — P. 4029−4041.

106. Murinson, B. C-fiber (Remak) bundles contain both isolectin B4-binding and calcitonin gene-related peptide-positive axons / B. Murinson // J. Сотр. Neurol. 2005. — Vol. 484. — № 4. — P. 392−402.

107. Murphy, A. Bcl-2 potentiates the maximal calcium uptake capacity of neural cell mitochondria / A. Murphy, D. Bredesen, G. Cortopassi, E. Wang, G. Fiskum // PNAS of the United States of America. 1996. — Vol. 93. — P. 9893−9898.

108. Murakami, T. Transplanted neuronal progenitor cells in a peripheral nerve gap promote nerve repair / T. Murakami, Y. Fujimoto, Y. Yasunaga. et al. // Brain Research. 2003. — Vol. 974. — P. 17−24.

109. Nakayama, K. Enhancement of peripheral nerve regeneration using bioabsorbable polymer tubes packed with fibrin gel / K. Nakayama, K. Takakuda, Y. Koyama S. Itoh, W. Wang, T. Mukai, N. Shirahama // Artificial Organs. -2007. -Vol. 31. -P. 500−508.

110. Neuberger, T. Transient modulation of Schwann cell antigens after peripheral nerve transection and subsequent regeneration / T. Neuberger, C. Cornbrooks // J. Neurocytol.- 1989. -Vol. 18. -P. 695−710.

111. Nogradi, A. Transplantation of embryonic neurones to replace missing spinal motoneurones / A. Nogradi, A. Szabo // Restor Neurol Neurosci. — 2008. -Vol. 26. № 2−3. — P. 215−223.

112. Ohtori, S. TNF-alpha and TNF-alpha receptor type 1 upregulation in glia and neurons after peripheral nerve injury: studies in murine DRG and spinal cord / S. Ohtori ., K. Takahashi ., H. Moriya ., R. Myers // Spine. 2004. — Vol. 29. -№ 10-P. 1082−1088.

113. Pankratov, Y. Quantal release of ATP in mouse cortex / Y. Pankratov, U. Lalo, A. Verkhratsky, R. A. North // Pflugers. 2006. — Vol. 452. — P. 589−597.

114. Pannese, E. Number and structure of perisomatic satellite cells of spinal ganglia under normal conditions orhuring axon regeneration and neuronal hypertrophy / Pannese E. // Z. Zellforsch. 1964. — Vol. 63. — P. 568−592.

115. Pannese, E. The satellite cells of the sensory ganglia / E. Pannese // Adv Anat Embryol Cell Biol. 1981. — Vol. 65. -P. 1−111.

116. Pannese, E. Age-related reduction of the satellite cell sheath around spinal ganglion neurons in the rabbit / E. Pannese, P. Procacci, M. Ledda, V. Conte // J. Neurocytol. 1996. — Vol. 25. — № 2. — P. 137−146.

117. Pannese E. Perikaryal surface specializations of neurons in sensory ganglia / E. Pannese // Int Rev Cytol. 2002.- Vol. 220. — P. 1−34.

118. Pannese, E. Ultrastructural localization of NGF receptors in satellite cells of the rat spinal ganglia / E. Pannese, P. Procacci // J Neurocytol. 2002. — Vol. 31. -№ 8−9. -P. 755−763.

119. Perry, V. Macrophage responses to central and peripheral nerve injury. / V. Perry, M. Brown, P. Andersson // Adv. Neurol. 1993. — Vol. 59. — P. 309−314.

120. McQuarrie, I.G. Retardation in the slow axonal transport of cytoskeletal elements during maturation and aging / I.G. McQuarrie, Brady ST, Lasek RJ // Neurobiol Aging. 1989. -Vol. 10. -№ 4. -P. 359−365.

121. Pittier, R. Neurite extension and in vitro myelination within three-dimensional modified fibrin matrices / R. Pittier, F. Sauthier, J.A. Hubbell, H. Hall // J. Neurobiol. 2005. — Vol. 63. — P. 1−14.

122. Raginov, I. Embryonic tissues allotransplanted to transected sciatik nerve in the rat. / Raginov I., Fomina G., Masgutov R. et al. // 2nd congress of International society Reconstructive Neurosurgery. — Taivan. — 2007. P. 210.

123. Raisman, G. Glia, neurons, and plasticity / G. Raisman // Ann N Y Acad Sci. — 1991. -Vol. 633. -P. 209−213.

124. Ramer, M. Functional regeneration of sensory axons into adult spinal cord / M. Ramer, J. Priestley, S. McMahon // Nature. 2000. — Vol. 403. — P. 312−316.

125. Richardson, P.M. Influence of nerve growth factor on neurofilament gene expression in mature primary sensory neurons / P.M. Richardson, Verge V.M., Tetzlaff W., Bisby M.A. // J Neurosci. 1990. — Vol. 10. — № 6. — P. 2018−2025.

126. Rossiter, J. Axotomy-induced apoptotic death of neonatal rat facial motoneurons: time course analysis and relation to NADPH-Diaphorase activity / J. Rossiter, R. Riopelle, M. Bisby // Exp. Neurol. 1996. — Vol. 138. — P. 33−44.

127. Sakai, Y. Prevention and treatment of amputation neuroma by an atelocollagen tube in rat sciatic nerves / Y. Sakai, M. Ochi, Y. Uchio, K. Ryoke, S. Yamamoto // Biomed. Mater. Res. Part B: Appl. Biomater. 2005. — Vol. 73B. — P. 355−360.

128. Scaravilli, F. Macrophages in human sensory ganglia: an immunohistochemical and ultrastructural study / F. Scaravilli, B. Giometto, L. Chimelli, E. Sinclair // J. Neurocytol.- 1991. -Vol. 20. -P. 609−624.

129. Shen, H. Expression of neurotrophin mRNAs in the dorsal root ganglion after spinal nerve injury / H. Shen., J. Chung., K. Chung // Brain. Res. Mol. 1999. -Vol. 64. -P. 186−192.

130. Shi, T. Effect of peripheral nerve injury on cGMP and nitric oxide synthase levels in rat dorsal root ganglia: time course and coexistence / T. Shi., K. Holmberg, Z. Xu., H. Steinbusch, J. de Vente, T. Hokfelt // Pain. 1998. — Vol. 78 — P. 171−180.

131. Shinder, V. Structural basis of sympathetic-sensory coupling in rat and human dorsal root ganglia following peripheral nerve injury. / V. Shinder, C. Govrin-Lippmann, S. Cohen et al. // Journal of Neurocytology. 1999. — Vol. 28. — P. 743−761

132. Silverman J. Selective neuronal glycoconjugate expression in sensory and autonomic ganglia: relation of lectin reactivity to peptide and enzyme markers / J. Silverman, L. Kruger//J. Neurocytol. 1990. — Vol. 19. -P. 789−801.

133. Schmalbruch, H. Motoneuron death after sciatic nerve section in newborn rats. / H. Schmalbruch // J. Сотр. Neurol. 1984. — Vol. 224. — P. 252−258.

134. Schwabegger, A. Fetal spinal-cord allograft as a substitute for peripheral-nerve reconstruction: a preliminary experimental and histologic study / A. Schwabegger, H. Hussl // Reconstr. Microsurg. 2001. — Vol. 17. — № 1. -P. 45−50.

135. Smith, M.L. On the presence of mononuclearleucocytes in dorsal root ganglia following transection of the sciatic nerve / M.L. Smith, E.K. Adrian // Anat Ret.- 1971. -Vol. 172. -P. 581−588.

136. Sterne, G.D. Neurotrophin-3 delivered locally via fibronectin mats enhances peripheral nerve regeneration / G.D. Sterne, R.A. Brown, C.J. Green, G. Terenghi // Eur. J. Neurosci. 1997. — Vol. 9. — P. 1388−1396.

137. Suadicani, S.O. P2X7 receptors mediate ATP release and amplification of astrocytic intercellular Ca2+ signaling / S.O. Suadicani, C.F. Brosnan, E. Scemes // J Neurosci. -2006. Vol. 26. — № 5. — P. 1378−1385.

138. Sundback, C.A. Biocompatibility analysis of poly (glycerol sebacate) as a nerve guide material / C.A. Sundback, J.Y. Shyu, Y. Wangb, W.C. Faquin, R.S. Langer, J.P. Vacanti, T.A. Hadlock // Biomaterials. 2005. — Vol. 26. — P. 5454−5464.

139. Suzuki, T. Production and release of neuroprotective tumor necrosis factor by P2X7 receptor-activated microglia / T. Suzuki, I. Hide, K. Ido, S. Kohsaka, K. Inoue, Y. Nakata // J Neurosci. 2004. — Vol. 24. — № 1. — P. 1−7.

140. Swett J. Most dorsal root ganglion neurons of the adult rat survive nerve crush injury / J. Swett, C. Hong, P. Miller // Somatosens. Motor Res. 1995. — Vol. 12, -№ 3−4. -P. 177−189.

141. Takeda, M. Contribution of the activation of satellite glia in sensory ganglia topathological pain / M. Takeda, M. Takahashi, S. Matsumoto // Neurosci Biobehav Rev. 2009. — Vol. 3. — № 6. — P. 784−792.

142. Taylor, S.J. Delivery of neurotrophin-3 from fibrin enhances neuronal fiber sprouting after spinal cord injury / S.J. Taylor, E.S. Rosenzweig, J.W. McDonald, S.E. Sakiyama-Elbert // Control Release. 2006. — Vol. 113. — P. 226−235.

143. Tandrup T. Delayed loss of small dorsal root ganglion cells after transection of the rat sciatic nerve / T. Tandrup, C. Woolf, R. Coggeshall // J. Сотр. Neurol. -2000. Vol. 422. — P. 172−180.

144. Thippeswamy, T. Bax and caspases are inhibited by endogenous nitric oxide in dorsal root ganglion neurons in vitro / T. Thippeswamy., J.S. McKay, R. Morris //Eur. J. Neurosci. -2001. Vol. 14. -№ 8. -P. 1229−1236.

145. Thippeswamy, T. Nitric oxide-NGF mediated PPTA/SP, ADNP, and VIP expression in the peripheral nervous system / T. Thippeswamy, M.R. Howard, A.S. Cosgrave, D.K. Arora, J.S. McKay, J.P. Quinn // J Mol Neurosci. 2007.- Vol. 33. № 3. — P. 268−277.

146. Tohill, M. Rat bone marrow mesenchymal stem cells express glial markers and stimulate nerve regeneration / M. Tohill, C. Mantovani, M. Wiberg, G. Terenghi // Neuroscience Letters. 2004. — Vol. 362. — P. 200−203.

147. Vega, J. Expression of cytoskeletal proteins in glial cells of dorsal root ganglia / J. Vega, C. Rodriguez, M. Medina, M. del Valle-Soto, L. Hernandez // Cell Mol. Biol. 1989. — Vol. 35. — № 6. — P. 635−641.

148. Vit, J.P. Satellite glial cells in the trigeminal ganglion as a determinant of orofacial neuropathic pain / J.P. Vit, L. Jasmin, A. Bhargava, P. T. Ohara // Neuron Glia Biol. 2006. — Vol. 2. — № 4. — P. 247−257.

149. Wang, S. A new nerve guide conduit material composed of a biodegradable poly (phosphoester) / A.C. Wan, X. Xu, S. Gao, H.Q. Mao, K.W. Leong, H. Yu // Biomaterials. 2001. -Vol. 22. -P. 1157−1169.

150. Wang, X. P2X7 receptor inhibition improves recovery after spinal cord injury / X. Wang, G. Arcuino, T. Takano, J. Lin, W.G. Peng // Nat Med. 2004. -Vol. 10. -№ 8. -P. 821−827.

151. Wang, H. Stem cell and repair of injury in central nervous system / Wang X., Zheng R. // Sheng Wu Yi Xue Gong Cheng Xue Za Zhi. 2006. — Vol. 23. -P. 1359−1362.

152. Wang, Z. Blockade of hexokinase activity and binding to mitochondria inhibits neurite outgrowth in cultured adult rat sensory neurons / Z. Wang, N.J. Gardiner, P. Femyhough //Neurosci Lett. 2008. — Vol. 34. — № 1. — P. 6−11.

153. Wetmore, C. Neuronal and nonneuronal expression of neurotrophins and their receptors in sensory and sympathetic ganglia suggest new intercellular trophic interactions / C. Wetmore, L. Olson // J. Сотр. Neurol. 1995. — Vol. 27. — P. 143−159.

154. Whitworth I.H., et al. Nerve growth factor enhances nerve regeneration through fibronectin grafts / P. Anand, C.J. Green, G. Terenghi, R.A. Brown, C.J. Dore // Hand Surg. Br. 1996. -Vol. 21. -P. 514−522.

155. Xian, С. Neuronal-glial differential expression of TGF-alpha and its receptor in the dorsal root ganglia in response to sciatic nerve lesion / C. Xian, X. Zhou // Exp. Neurol. 1999. — Vol. 157. -P. 317−326.

156. Xu, X.Y. Expression of Bax, Bcl-2 and caspase-3 in spared dorsal root ganglion after partial dorsal root rhizotomy / X.Y. Xu, X. Zhou, Т.Н. Wang, L.S. Zhang, X.J. Zhao // Sichuan Da Xue Xue Bao Yi Xue Ban. 2005. — Vol 36. — № 2. -P. 180−183.

157. Yoshii, S. Peripheral nerve regeneration along collagen filaments / S. Yoshii, M. Oka//Brain Res. -2001. -Vol. 888. -P. 158−162.

158. Zhang, X.F. Functional expression of P2X7 receptors in non-neuronal cells of rat dorsal root ganglia. / X.F. Zhang, P. Han, C.R. Faltynek // Brain Res. 2005. -Vol. 1052. -№l. -P. 63−70.

159. Zhang, X. Neuronal somatic ATP release triggers neuron-satellite glial cell communication in dorsal root ganglia / X. Zhang, Y. Chen, C. Wang, L.Y. // Proc Natl Acad Sci USA.- 2007. Vol. 104. — № 23. — P. 9864−9869.

160. Zhou, X. Injured primary sensory neurons switch phenotype for brain-derived neurotrophic factor in the rat / X. Zhou., E. Chie., Y. Deng., J. Zhong et al. //

161. Neuroscience. 1999. — Vol. 92. -1

Заполнить форму текущей работой