Первичная резистентность Helicobacter pylori к антибиотикам в санкт-петербурге

Тип работы:
Реферат
Предмет:
Медицина


Узнать стоимость

Детальная информация о работе

Выдержка из работы

первичная резистентность HELICOBACTER PYLORI к антибиотикам в санкт-петербурге
Саблин О. А. 1, Михайлов Н. В. 2, Юрин М. В. 1, Ильчишина Т. А. 1, Кондрашин А. С. 1, Кобиашвили М. Г. 1, Михайлова И. А. 1, Сварваль А. В. 3, Жибрун А. Б. 3
1 ФГБУ Всероссийский центр экстренной и радиационной медицины имени А. М. Никифорова МЧС России
2 ООО «Лаборатория иммунобиологических исследований»
3 НИИ эпидемиологии и микробиологии имени Пастера
Саблин Олег Александрович
E-mail: gastroleg@yandex. ru
резюме
В значительной степени прогноз эрадикационной терапии определяется резистентностью Helicobacter pylori к кларитромицину. В Санкт-Петербурге некоторые исследователи по результатам молекулярно-генетического метода выявляют критический уровень резистентности Helicobacter pylori к кларитромицину, что существенно превышает уровень кларитромициновой резистентности в других регионах России. Нами проведено исследование оценки уровня резистентности Helicobacter pylori к кларитромицину культуральным методом. Обследовано 49 пациентов с симптомами желудочной диспепсии, наличием эндоскопических признаков хронического гастрита и бактерий Helicobacter pylori в слизистой оболочке желудка, выявляемых быстрым уреазным тестом (Biohit-test, Финляндия). Одним из основных критериев включения пациентов в исследование было отсутствие предшествующего приема кларитромицина, амоксициллина, левофлоксацина, нифуратела, метронидазола или тинида-зола. Антибиотикорезистентность выделенных штаммов Helicobacter pylori изучали с помощью дис-кодиффузионного метода. В ходе исследования выделено 26 штаммов Helicobacter pylori. Обнаружена низкая резистентность выделенных штаммов Helicobacter pylori к амоксициллину и кларитромицину (0 и 7,7%, соответственно). Наиболее высокая частота первичной резистентности Helicobacter pylori отмечена к метронидазолу — 69,2% и к левофлоксацину — 42,3%. Чувствительными к нифурателу оказались 65,4%, а к тинидазолу — 46,2% штаммов Helicobacter pylori. Таким образом, уровень первичной резистентности Helicobacter pylori к кларитромицину в Санкт-Петербурге по данным культурального дискодиффузионного метода составил 7,7%, что позволяет использовать его в схемах эрадикации первой линии. Выявленные существенные различия в чувствительности Helicobacter pylori к препаратам одной фармакологической группы — метронадазолу и тинидазолу требуют дальнейших более широкома^табных исследований.
Ключевые слова: Helicobacter pylori- антибиотикорезистентность- кларитромицин.
summary i
o
Substantially the result of eradication therapy depends on the clarithromycin resistance of
Helicobacter pylori. Using the molecular-genetic method the clinically significant 40% rate of o|
resistance to clarithromycin was reported in Saint-Petersburg, which is much higher than the rate ju s
in other regions of Russia. Nevertheless there is still no data of primary antibiotic resistance to f
Helicobacter pylori in Saint-Petersburg by using the cultural method. We studied the prevalence p
of clarithromycin resistance to Helicobacter pylori in Saint-Petersburg by means of disk diffusion method. Forty-nine dyspeptic Helicobacter pylori -positive patients with endoscopical features of chronic gastritis were enrolled. Helicobacter pylori examination was determined by the rapid urease test (Biohit-test, Finland). The main exclusion criteria was the prior use of clarithromycin, amoxicillin, levofloxacin, metronidazole, nifuratel or tinidazole. Susceptibility to antibiotics was determined by disk diffusion method. Twenty-six strains of Helicobacter pylori were identified. The highest resistance rate was for metronidazole (69. 2%) and levofloxacin (42. 3%), whereas only two isolates (7. 7%) were resistant to clarithromycin and there was no observed resistance to amoxicillin (table). Among the isolates 65. 4% were sensitive to nifuratel, 46. 2% to tinidazole. Thus, acording to disk diffusion method the prevalence of primary clarithromycin resistance in Saint-Petersburg is 7. 7%, that allows using this antimicrobial in first-line therapy for Helicobacter pylori infection. The revealed essential distinctions in sensitivity of Helicobacter pylori to medicines of the same the pharmacological group: metronidazole and tinidazole needs further more large-scale researches. Keywords: antibiotic resistance- clarithromycin- Helicobacter pylori.
I-
Зффективность лечения кислотозависимых заболеваний верхних отделов желудочно-кишечного тракта, ассоциированных с бактерией Helicobacter pylori (Н. pylori), зависит от многих причин. Существенному улучшению результатов лечения данной категории больных способствуют качественная и своевременная диагностика инфекции Н. pylori, соблюдение стандартов лечения, антибиотикорезистентность бактерии, эффективная желудочная кислотосупрессия, приверженность пациентов лечению и множество других факторов.
В настоящее время описана резистентность Н. pylori ко всем группам антибиотиков, которые используются в схемах противохеликобактерной терапии: производным нитроимидазола, макролидам, лактамам, тетрациклинам и нитрофуранам. В значительной степени прогноз эрадикационной терапии определяется резистентностью Н. pylori к кларитромицину [1], так как именно данный препарат входит в состав наиболее эффективных схем терапии хеликобактериоза. Известно, что устойчивость Н. pylori к кларитромицину является ключевым предиктором неэффективности эрадикационной терапии I линии, поэтому использование кларитромицина, согласно IV Маастрихтскому соглашению, имеет смысл только в том случае, если первичная устойчивость к этому антибиотику составляет менее 15−20%.
Развитие первичной резистентности бактерий к макролидам, как и к другим антибиотикам, зависит от частоты их применения, в основном при инфекционных и респираторных заболеваниях. Вторичная резистентность Н. pylori к применяемым антибиотикам, как правило, обусловлена неадекватным лечением: заниженными дозами препаратов, применением неполных схем лечения, несоблюдением сроков лечения и кратности приема.
Для Н. pylori также характерна фенотипическая (обратимая, негенетическая) устойчивость к антибиотикам. Она возникает в результате того, что определенная часть бактерий находится в период проведения антимикробной терапии в метаболически неактивном (кокковом) состоянии. Некоторые препараты (группа нитроимидазолов: метронидазол и тинидазол) являются пролекарствами, активируемыми в бактериальной стенке ее нитроредуктазами. Поэтому неразмножающиеся бактерии проявляют негенетическую резистентность к противоми-кробным лекарственным средствам, в результате чего часть микробной популяции сохраняется после завершения антимикробной терапии [2]. Фенотипическая резистентность к антибиотикам проявляется неэффективностью эрадикационной терапии, но без развития истинной стойкой резистентности к антибиотикам, что позволяет успешно применять те же самые антибиотики повторным курсом [3].
Вседствие механизма развития фенотипиче-ской резистентности ее появление свидетельствует о слишком коротком сроке применения антибиотиков. В таких случаях эрадикации персистирующей популяции бактерий может способствовать увеличение длительности антибактериальной терапии, перекрывающей момент перехода от метаболически инертной фазы в активную фазу деления или выхода из коккового состояния. Именно поэтому по современным данным оказалось, что 10−14-дневный курс эрадикационной терапии более эффективен, чем 7-дневный.
Для оценки прогноза эрадикационной терапии существенное значение имеет индивидуальный антибактериальный анамнез пациента. Так, ретроспективное когортное исследование, проведенное в США, показало, что увеличение числа курсов
CD OJ
лечения макролидными антибиотиками неизбежно влечет за собой рост резистентности Н. pylori к кларитромицину [4]. Неблагоприятное влияние предшествующего приема антибиотиков на эффективность эрадикационной терапии было продемонстрировано многими исследователями [5- 6].
При оценке резистентности Н. pylori к антибактериальной терапии чрезвычайно важно учитывать возможность микроорганизмов формировать биопленки, способствующие невосприимчивости патогенов к антибиотикотерапии и защищающие их от иммунного ответа организма. Сами бактерии составляют 5−35% массы биопленки, остальная часть представлена межклеточным матриксом. Матрикс чаще всего представляет собой экзополисахарид. Резистентность микроорганизма в составе биопленки может возрастать в 10−1000 раз. Важно, что только кларитромицин наряду с прямым антибактериальным эффектом обладает способностью разрушать матрикс биопленок [7].
Одним из перспективных направлений преодоления резистентности Н. pylori к кларитромицину является использование адекватной желудочной кислотосупрессии при эрадикационной терапии. М. Sugimoto и соавт. [8] установили, что эрадикация Н. pylori оказывается эффективной независимо от чувствительности Н. pylori к кларитромицину, если время с внутрижелудочным рН & lt- 4,0 единицы составляет менее 10% от протяженности суток и среднесуточный рН в желудке превышает 6 единиц.
Стандартизированные методы определения чувствительности к антибиотикам подразделяются на методы серийных разведении (в агаре и бульоне, метод микроразведений), диффузионные (диско -диффузионный метод и метод Е-тестов) и молекулярные методы.
Методы серийных разведений и Е-тесты (определение минимальной ингибирующей концентрации с помощью градиентных полосок) позволяют получить количественную характеристику чувствительности микроорганизмов — МПК (минимальную подавляющую концентрацию) антибиотика в отношении данного возбудителя. При этом разведение в агаре — метод выбора для оценки чувствительности Н. pylori к антибиотикам — «золотой стандарт» для идентификации чувствительных и резистентных бактерий. Определение резистентности Е-тестом (Etest& quot-, AB Biodisk Ltd., Швеция) также, по данным большинства исследователей, доказало высокую клиническую эффективность.
Молекулярные методы, которые обнаруживают определенные изменения в геноме Н. pylori, являются альтернативным подходом к оценке резистентности возбудителя [9]. Они, в свою очередь, подразделяются на тесты, основанные на амплификации 23S рРНК или гибридизации (FISH-анализ). В настоящее время описано более 20 мутаций, влияющих на резистентность Н. pylori к кларитромицину. Оценивая чувствительность Н. pylori к кларитромицину молекулярными методами, чрезвычайно важно помнить,
что не всегда существует прямая зависимость между выявленной мутацией, ответственной за резистентность к кларитромицину, и фенотипическим проявлением данной мутации [10- 11].
Культуральный дискодиффузионный метод определения чувствительности микроорганизмов к антибактериальным препаратам основан на регистрации диаметра зоны задержки роста микроорганизма вокруг бумажного диска с антибиотиком. В определенных пределах величина диаметра зоны подавления роста пропорциональна величине МПК, поэтому дискодиффузионный метод позволяет косвенно судить о ее величине. Дискодиффузионный метод является полуколичественным и позволяет подразделить все штаммы на три категории — чувствительные, умеренно резистентные и резистентные, но при регистрации и анализе диаметра зон задержки роста он в ряде случаев приближается к количественным методам. Оценка результатов проводится с использованием критериев, разработанных на основе корреляции значений диаметров зон подавления роста и МПК антибиотика [12].
В некоторых регионах стран Европы, Азии достигнут критический уровень резистентности Н. pylori к кларитромицину. В Москве, по данным Центрального научно-исследовательского института гастроэнтерологии [13], уровень резистентности Н. pylori к кларитромицину в настоящее время составил 10,5%, а первичной резистентности — 5,3%. В 2011 году в Казани резистентность Н. pylori к кларитромицину при выявлении мутации A2143G методом ПЦР составила 11,4% [14]. В Смоленске в 2009—2010 гг. частота резистентности бактерии Н. pylori к макролидам составила 7,6% [15].
В то же время в Санкт-Петербурге некоторые исследователи по результатам молекулярно-гене-тического метода выявляют критический уровень резистентности Н. pylori к кларитромицину у больных язвенной болезнью — 40% [16], что существенно превышает уровень кларитромициновой резистентности в других регионах России.
В этой связи в ФГБУ «Всероссийский центр экстренной и радиационной медицины имени А.М. Никифорова» МЧС России совместно с НИИ эпидемиологии и микробиологии имени Пастера (Санкт-Петербург) и ООО «Лаборатория иммунобиологических исследований» (Санкт-Петербург) проведено исследование оценки уровня резистентности Н. pylori к кларитромицину культуральным методом, который считается референтным, с ним сравниваются результаты неинвазивных методов [17]. Его информативность максимальна, поскольку наличие колоний позволяет проводить дальнейшую идентификацию практически со всеми методами, включая секвенирование ключевых генов: urease, vacA cytotoxin, cag PAI [18].
Обследовано 49 пациентов (средний возраст 40,1 ± 5,2 года) с симптомами желудочной диспепсии, наличием эндоскопических признаков хронического гастрита и бактерий Н. pylori в слизистой
оболочке желудка, выявляемых быстрым уреазным тестом (Biohit-test, Финляндия). Одним из основных критериев включения пациентов в исследование было отсутствие предшествующего приема кла-ритромицина, амоксициллина, левофлоксацина, нифуратела, метронидазола или тинидазола.
Бактериологическому исследованию подлежали биоптаты слизистой оболочки антрального отдела желудка, которые были взяты во время эндоскопии в асептических условиях. Биопсийный материал помещался в пробирку типа «Эппендорф» со стерильным 20%-ным раствором глюкозы и хранился до отправки в лабораторию при температуре +4 °С. Биоптат полностью погружался в раствор глюкозы, так как его прилипание к стенке пробирки могло привести к потере жизнеспособности бактерии. В течение 3−4 часов биопсийный материал доставлялся в лабораторию и немедленно подлежал обработке и посеву. В стерильную фарфоровую ступку со 100−200 мкл стерильного физиологического раствора переносили биоптат из пробирки с транспортной средой, тщательно растирали пестиком, распределяли полученный гомогенат по чашкам Петри и втирали шпателем в агар. Остатки биоптата переносили в пробирку с реактивом для определения уреазной активности. Посевы исследуемого материала и культивирование искомых микроорганизмов осуществлялись в соответствии с методикой А. Б. Жебруна и соавт. [19].
В качестве основы питательной среды для выделения и культивирования Н. pylori использовался колумбийский агар, в который добавлялись 5−7%-ная дефибринированная лошадиная кровь и раствор IsoVitalex в концентрации 1%. При этом каждый образец биопсии высевался параллельно на две чашки Петри: одну — не содержащую следующие антибиотики, и вторую — содержащую антибиотики в следующих концентрациях: ванкомицин — 6 мкг/мл, триметоприм — 2 мкг/мл и амфотерицин В — 2−10 мкг/мл.
Инкубация посевов осуществлялась в микро-аэрофильных условиях при содержании кислорода около 5%. Для этих целей использовались анаэростаты системы GasPac 100. Для создания в анаэростате микроаэрофильных условий использовались газогенерирующие пакеты типа GasPak (BBL CampyPak Plus Microaerophilic System envelopes with Palladium Catalyst). После загрузки анаэростаты размещались в термостате при температуре 37 °C, оптимальной для роста Н. pylori. Сроки формирования колоний при первичном высеве составляли 5−7 суток. На кровяной питательной среде на 5−7-е сутки колонии Н. pylori, полученные в результате первичного посева биопсийного материала, использовали для приготовления мазков и окраски их по Граму, постановки уреазного, оксидазного и каталазного тестов.
Решение вопроса о принадлежности выделенной культуры к роду Helicobacter выносили на основе характерной морфологии колоний бактерий,
способности полученной культуры к продукции уреазы, каталазы и оксидазы, а также по соответствующим морфологическим признакам чистой культуры микроорганизмов в мазке, окрашенном по Граму. В случаях, когда морфология выделенных колоний и результаты окрашивания мазков по Граму не вызывали сомнений, для решения вопроса о принадлежности выделенной культуры к Н. pylori ограничивались постановкой уре-азного теста.
Антибиотикорезистентность выделенных штаммов Н. pylori изучали по методике, описанной в методических указаниях МУК 4.2. 1890−04 «Определение чувствительности микроорганизмов к антибактериальным препаратам» [20]. Исследование проводили с помощью дискодиффузионного метода, основанного, как указывалось выше, на регистрации диаметра зон задержки роста чистой культуры микроорганизмов вокруг бумажного диска с антибиотиком. Использовали инокулюм, соответствующий по плотности 0,5 по стандарту МакФарланда, содержащий примерно 1,5×108 КОЕ/мл. Биологический материал в объеме 1 мл наносили пипеткой на поверхность чашки Петри с селективной средой и равномерно распределяли по поверхности шпателем. Сразу после инокуляции на поверхность питательной среды наносили диски с метронидазолом, кларитромицином, амоксициллином, левофлоксацином, нифурателом, тинидазолом. Чашки Петри помещали в анаэростат и инкубировали при температуре 37 °C в течение 72 часов. После окончания инкубации отмечали диаметр зон полного подавления роста микробов. Контроль чистоты роста культуры оценивали по посеву на чашку Петри с селективной кровяной средой. По результатам теста штаммы Н. pylori подразделяли на три группы: чувствительные, слабочувствительные и устойчивые.
В ходе исследования выделено 26 штаммов Н. pylori у 53% обследованных. Частота выделения штаммов H. pylori была относительно невелика, что может быть связано не только с определенной сложностью процесса культивирования искомых микроорганизмов, но и с очаговым расположением возбудителя в слизистой оболочке желудка.
Результаты, полученные при исследовании чувствительности выделенных штаммов Н. pylori к антимикробным препаратам, представлены в таблице.
Обнаружена высокая чувствительность выделенных штаммов Н. pylori к кларитромицину и амокси-циллину (93,3 и 100% соответственно). Первичную резистентность к кларитромицину имели 7,7% изученных штаммов Н. pylori, к амоксициллину она не определялась, но 19,2% штаммов были охарактеризованы как слабочувствительные.
Наиболее высокая частота первичной резистентности Н. pylori отмечена к метронидазолу — 69,2% и к левофлоксацину — 42,3%. Чувствительными
Б & gt-
о О 2
О Я
& lt- s се
Я й
Q, а I- и id
m (U
а
Q го с|
и га
L
IS
га
u
ш j
S I-0 ш с га, а ш и
чувствительность выделенных бактерий н. pylori к Антимикробным препаратам у больных в санкт-петербурге
Чувствительность Н. pylori к антибиотикам n (%)-чувств. Ж-резист.)
S S/R R
Аммоксициллин 21 (80,8%) 5 (19,2%) 0
Кларитромицин 21 (80,8%) 3 (11,5%) 2 (7,7%)
Левофлоксацин 4 (15,4%) 11 (42,3%) 11 (42,3%)
Нифурател 17 (65,4%) 6 (23,1%) 3 (11,5%)
Метронидазол 1 (3,9%) 7 (26,9%) 18 (69,2%)
Тинидазол 12 (46,2%) 8 (30,8%) 6 (23,1%)
OJ OJ
к нифурателу оказались 88,5%, а к тинидазолу — 76,9% штаммов Н. pylori.
Сочетанная резистентность бактерий Н. pylori к трем антибиотикам была выявлена в 12% случаев, к двум антибиотикам — в 38% случаев.
Полученные данные сопоставимы с частотой выявления первичной резистентности у бактерии Н. pylori к антибиотикам, использующимся в схемах эрадикации (кларитромицину, амоксициллину и метронидазолу) в других регионах России.
В процессе исследования получены существенные различия в результатах чувствительности Н. pylori к нитроимидазолам — препаратам, которые имеют универсальный для всего класса механизм действия с возможностью развития перекрестной резистентности. Так, резистентность к метронидазолу выявлялась в 69,2%, в то время как к тинидазолу — в 23,1%.
Исследования показывают, что существующая перекрестная резистентность между нитроимидазо-лами является неполной, что приводит в различиях показателей эрадикации тинидазолом и метрони-дазолом у резистентных штаммов. Так, в работе W.D. Hager [21] описано 3 случая успешного лечения тинидазолом метронидазол-резистентных штаммов. А в более ранней работе P. Moayyedi [22] использовалась схема омепразол (20 мг/сут.) + кларитромицин (500 мг/сут.) + тинидазол (1000 мг/сут.) в группах пациентов с метронидазол-чувствительными и резистентными штаммами. Эрадикация была достигнута в 90 и 93% случаев соответственно. Однако авторы связали полученные результаты с низкой чувствительностью дискодиффузионного метода при оценке резистентности к нитроимидазолам, а не с высокой эффективностью тинидазола.
Встречаются исследования о возможности эра-дикации Н. pylori тинидазолом метронидазол-рези-стентных штаммов бактерии. В работе E.M. Narcisi и соавт. [23] эрадикация была зафиксирована в 25% случаев. А в исследовании J.D. Sobel [24] было продемонстрировано, что назначение высоких доз тинидазола с метронидазол-устойчивым трихомониазом является эффективным более чем у 90% пациенток,
даже если до этого женщинам безуспешно назначался метронидазол в высоких дозах. Авторы сделали вывод о возможности преодоления тинидазолом резистентности трихомонад к метронидазолу, несмотря на то что эти препараты относятся к одной группе. Трихомониаз — наиболее удобная модель для оценки чувствительности бактерии к препарату, так как при данной патологии проводится монотерапия нитроимидазолами.
При принятии решения о возможности приема нитроимидазолов следует учитывать описанную в литературе так называемую ложную резистентность к нитроимидазолам, связанную с присутствием в микробиоценозе микроорганизмов, которые способны захватывать нитрогруппу и таким образом снижать активность метронидазола [25].
Вероятно, наличие неполной перекрестной резистентности в определенной степени объясняет различия в чувствительности Н. pylori к препаратам одной фармакологической группы: метронадазолу и тинидазолу. В то же время выявленные различия оказались неожиданно существенными, что, возможно, обусловлено методическим ограничениями дискодиффузионного метода и, безусловно, требует дальнейших более широкомасштабных исследований.
Таким образом, уровень первичной резистентности Н. pylori к кларитромицину у больных с симптомами желудочной диспепсией в Санкт-Петербурге по данным дискодиффузионного метода составил 7,7% и не превысил критический уровень 15−20%.
Стандартную тройную эрадикационную терапию I линии, включающую ингибитор протонной помпы + кларитромицин + амоксициллин (но не метронидазол), в том числе и последовательную терапию (5 дней: ингибитор протонной помпы + амоксициллин, затем 5 дней: ингибитор протонной помпы + кларитромицин + тинидазол), актуально рассматривать в качестве основных схем лечения Н. pylori. Использование произвольных схем лечения хеликобактериоза в качестве терапии I линии чревато низкой эффективностью лечения,
разочарованием врачей в эрадикационной терапии, ростом резистентных форм Н. pylori и других бактерий. При этом отсутствие широких популяционных исследований в России по выявлению резистентности Н. pylori к антибиотикам позволяет в большинстве случаев практикующим специалистам «списать» неэффективность эрадикационной терапии
литература
1. Lee J., Shin J., Roe I. et al. Impact of clarithromycin resistance on eradication of Helicobacter pylori in infected adults // Antimicrob. Agents. Chemother. — 2005. — Vol. 4. — P. 1600−1603.
2. ConnollyL. Why is long-term therapy required to cure tuberculosis? // PLoS. Med. — 2007. — Vol. 4. — P. 120.
3. БогунЛ.В. Инфекция Helicobacter pylori: вопросы резистентности и современные подходы к эрадикационной терапии // Новости фармации и медицины. — 2011. — № 8. — С. 362.
4. McMahon B., Hennessy T., Bensler J. et al. The relationship among previous antimicrobial use, antimicrobial resistance, and treatment outcomes for Helicobacter pylori infections // Consilium Medicum. — 2003. — Vol. 6. — P. 463−469.
5. Silva F., Zaterka S., Eisig J. et at. Factors affecting Helicobacter pylori eradication using a seven-day triple therapy with a proton pump inhibitor, tinidazole and clarithromycin, in Brazilian patients with peptic ulcer // Rev. Hosp. Clin. Fac. Med. Sao Paulo. — 2001. — Vol. 56. — P. 11−16.
6. Koivisto T., Rautelin H., Voutilainen M. et al. First-line eradication therapy for Helicobacter pylori in primary health care based on antibiotic resistance: results of three eradication regimens // Aliment. Pharmacol. Ther. — 2005. — Vol. 21, № 6.- P. 773−782.
7. Stark R., Gerwig G., Pitman R. et at. // Letters in Applied Microbiology. — 1999. — Vol. 2. — P. 121−126.
8. Sugimoto M., Furuta T, ShiraiN. et at. Evidence that the degree and duration of acid suppression are related to Helicobacter pylori eradication by triple therapy // Helicobacter. — 2007. — Vol. 12, № 4. — P. 317−323.
9. Graham D., Shiotani A. New concepts of resistance in the treatment of Helicobacter pylori infections // Nat. Clin. Pract. Gastroenterol. Hepa-tol. — 2008. — Vol. 5. — P. 321−331.
10. Moder K., Layer F., Konig W., KonigB. Rapid screening of clarithromycin resistance in Helicobacter pylori by pyrosequencing // J. Med. Microbiol. — 2007. — Vol. 56. — P. 1370−1376.
11. NoguchiN., Rimbara E., Kato A. Detection of mixed clarithromycin-resistant and -susceptible Helicobacter pylori using nested PCR and direct sequencing of DNA extracted from faeces // J. Med. Microbiol. — 2007. — Vol. 9. — P. 1174−1180.
12. Страчунский Л. С., Козлов С. Н. Макролиды в современной клинической практике. — Смоленск: Русич, 1998. — 304 с.
13. Lazebnik L.B., Bordin D.S., Belousova N.L. et at. Frequency of site-specific mutations in the 23S rRNA gene of Helicobacter pylori in Moscow // Helicobacter .- 2011.- Vol. 16.- P. 121.
на антибиотикорезистентность, оставляя без критического внимания другие важные аспекты лечения, такие как его комплаент-ность, эффективность желудочной кислото-супрессии, которые также в значительной мере определяют успех антихеликобактер-ного лечения.
14. Abuzarova E.R., Abdulkhakov R.A., Chernov V.M. et al. Prevalence of A2143G, A2142G and T2717C mutations of H. pylori-23S rRNA in Kazan (Russia) // Helicobacter. — 2011.- Vol. 16.- P. 119.
15. Дехнич Н. Н., КостяковаЕ.А., Пунин А. П. и др. Антибиотикорезистентность H. pylori: результаты микробиологического регионального исследования // Рос. журн. гастро-энтерол., гепатол., колопроктол. — 2011. — № 5. — С. 37−42.
16. Baryshnikova N. V, Uspenskiy Y.P., SuvorovaM.A., Suvorov A.N. Helicobacter pylori resistance to Claritromycin in duodenal ulcer patients in Saint-Petersburg // Helicobacter. — 2011. — Vol. 16. — P. 121.
17. Megraud F., Lehours P. Helicobacter pylori detection and antimicrobial susceptibility testing // Clin. Microbiol. Rev. — 2007. — Vol. 20. — P. 280−322.
18. Кишкун А. А. Современные методы диагностики и оценки лечения инфекции Helicobacter pylori // Лаб. мед. — 2000. — № 3. — С. 37−44.
19. Жебрун А. Б., Александрова В. А., Гончарова Л. Б., Ткаченко Е. И. Диагностика, профилактика и лечение заболеваний, ассоциированных с Helicobacter pylori-инфекцией. — СПб., 2002, — 44 с.
20. Методические указания МУК 4.2. 1890−04 «Определение чувствительности микроорганизмов к антибактериальным препаратам» // Клин. микробиол., антимикроб. химиотерапия. — 2004. — № 4. — С. 306−357.
21. Hager W.D. Treatment of metronidazole-resistant Trichomonas vaginalis with tinidazole: case reports of three patients // Sex Transm. Dis. — 2004. — Vol. 31.- P. 343−345.
22. Moayyedi P., Ragunathan P.L., Mapstone N. et al. Relevance of antibiotic sensitivities in predicting failure of omeprazole, clarithromycin, and tinidazole to eradicate Helicobacter pylori // Gastroenterol — 1998. — Vol. 33. — P. 62−65.
23. NarcisiE. M, Secor W.E. In vitro effect of tinidazole and furazolidone on metronidazole-resistant Trichomonas vaginalis // Antimicrob. Agents Chemother. — 1996. — Vol. 40. — P. 1121−1125.
24. SobelJ. D, Nyirjesy P., Brown W. Tinidazole therapy for metronidazole-resistant vaginal trichomoniasis // Clin. Infect. Dis — 2001. — Vol. 33. — P. 1341−1346.
25. Гомберг М. А., Плахова К. И. О терапии трихомониаза и бактериального вагиноза // Вестн. дерматол. и венерол. — 2006. — № 1. — С. 60−63.
Б & gt-
ст О
о
С A & lt- ё Q0
Я —
Q, а I- и id
m (U
а
Q го с|
и га
L
IS
га
u
ш j
S I-0 ш с га, а ш
I-
m
OJ

ПоказатьСвернуть
Заполнить форму текущей работой