Новые биокатализаторы регенерации NADH на основе формиатдегидрогеназы

Тип работы:
Диссертация
Предмет:
Биологические науки
Страниц:
147


Узнать стоимость

Детальная информация о работе

Выдержка из работы

Многие органические соединения содержат от одного до нескольких оптически активных (хиральных) центров, т. е. они могут существовать в виде двух и более энантиомеров. Как правило, полезной биологической активностью обладает только один из возможных энантиомеров, в то время как остальные могут оказывать сильный негативный эффект. Поэтому синтез оптически активных (хиральных) соединений является одним из наиболее активно развивающихся направлений современного органического синтеза. По данным ВСС Research LLC (http: //www. bccresearch. com/report/chiral-products-technology-global-markets-bio012f. html) рынок хирального синтеза в 2011 году составлял 3,9 млрд., а в 2016 году составит 5,7 млрд. долларов США. Очень немногие процессы классического химического ассиметрического синтеза позволяют получать оптически активные соединения такой степени чистоты. Поэтому безусловным выбором при разработке новых процессов хирального синтеза является использование ферментов. По сравнению с классическими процессами химического ассиметрического синтеза биокаталитические процессы помимо высокой стереоселективности характеризуются более высокой региоселективностью и общей специфичностью, в результате чего практически не образуются побочные продукты. Кроме того, биокаталитические процессы, как правило, проводятся в водных растворах при нормальных условиях, в то время как химические процессы требуют органических растворителей, повышенной температуры и др.

Существует два принципиальных подхода биокаталитического получения оптически активных соединений — разделение рацемата на энантиомеры и ассиметрический синтез. В случае первого процесса выход целевого продукта не может быть больше 50%, а при ассиметрическом синтезе выход составляет до 100%. Поэтому доля последнего подхода в общем объеме синтеза хиральных соединений неуклонно растет из года в год.

Среди ферментов различных классов, используемых в биокаталитическом ассиметрическом синтезе, наиболее высокой стереоселективностью обладают оксидоредуктазы, в первую очередь ЫАБ (Р)±зависимые ферменты (дегидрогеназы, редуктазы, монооксигеназы и др.). Ключевым фактором, сдерживавшим применение этих ферментов, была очень высокая стоимость восстановленной формы кофермента — NADH и, особенно, NADPH (около 1 ООО и 8 ОООЕвро за кг соответственно). Эта проблема решается введением в реакционную среду второго фермента, который регенерирует окисленную форму кофермента в восстановленную. Многочисленные исследования показали, что одним из наиболее оптимальных ферментов для регенерации NADH является NAD±3aBHCHMan формиатдегидрогеназа (ФДГ, КФ 1.2.1. 2). В настоящее время самый крупнотоннажный процесс хирального синтеза с использованием индивидуальных ферментов — получение tert-L-лейцина, включает регенерацию восстановленного кофермента с помощью ФДГ из дрожжей Candida boidinii (реализован фирмой Degussa в конце 90-х годов прошлого века) [1].

Формиатдегидрогеназы, используемые для регенерации NADH, состоят из двух идентичных субъединиц и не содержат кофакторов или простетических групп. Они широко распространены в природе. В метанолутилизирующих микроорганизмах синтез ФДГ индуцируется при росте на метаноле [2], в патогенах — при росте в виде биопленок [3−4]. В растениях ФДГ находится не в цитоплазме, а в митохондриях. При стрессовых воздействиях содержание этого фермента достигает 9% от всех митохондриальных белков [5−6]. Кроме важной физиологической роли ФДГ также представляет большой интерес в плане изучения действия этого фермента. ФДГ принадлежит к суперсемейству D-специфичных дегидрогеназ 2-оксикислот [7]. Субстрат формиатдегидрогеназы -формиат-ион, является одним из самых простых по структуре среди ферментов данного суперсемейства. Кроме того, в каталитическом цикле ФДГ отсутствуют стадии кислотно-основного катализа. Именно поэтому формиатдегидрогеназа рассматривается как модельный фермент для всего суперсемейства D-специфичных дегидрогеназ 2-оксикислот. широко распространены в природе и играют важную физиологическую роль в различных организмах, включая патогены, вызывающие туляремию, легионеллез и др. [8].

В нашей лаборатории ведутся систематические исследования ФДГ из различных источников. Были клонированы гены и созданы системы экспрессии рекомбинантных ФДГ из бактерий, дрожжей и [9−15]. Для большинства ферментов получены кристаллы и решена структура как свободных ферментов (апо-форма), так и их комплексов с субстратами и ингибиторами [16−21]. Нами для создания биокатализаторов регенерации NADH в качестве источника фермента была выбрана метилотрофная бактерия Pseudomonas sp. 101 (штамм был любезно предоставлен в 70-х годах прошлого века сотрудниками кафедры микробиологии биологического факультета МГУ имени М.В. Ломоносова). Методом направленного мутагенеза была получена мутантная РзеФДГ GAV, которая превосходит мутантную ФДГ из С. boidinii, разработанную фирмой Degussa, по активности в 1,7 раза, а по термостабильности — более, чем в 100 раз [22−23]. Однако работы по созданию биокатализаторов регенерации NADH далеки от завершения. Это связано с тем, что таких биокатализаторов должно быть два типа. Из уравнения Михаэлиса следует, что при высоких, насыщающих концентрациях субстрата главным показателем для фермента является величина каталитической константы кш. В случае использования низких концентраций субстрата главную роль играет не величина kcah, а каталитическая эффективность — отношение каталитической константы к константе Михаэлиса кса, / Км. Поскольку самая высокая величина кса, у бактериальных ФДГ, то для биокатализатора регенерации NADH первого типа несомненным лидером является РзеФДГ GAV, которая также превосходит все известные ФДГ по термостабильности [22]]. Однако у этого фермента можно дополнительно повысить операционную (химическую) стабильность за счет замен остатков цистеина [24−25]. В случае биокатализатора второго типа наиболее перспективной является рекомбинантная ФДГ из сои Glycine max (БоуФДГ), которая имеет самые низкие значения Км среди всех описанных в литературе ФДГ [26].

Данная работа посвящена решению важных и актуальных проблем современной биотехнологии — созданию новых биокатализаторов регенерации NADH для применения в процессах хирального синтеза. Целью данной работы было проведение систематических исследований формиатдегидрогеназ из различных источников и создание на основе полученных данных новых биокатализаторов регенерации NADH с улучшенными свойствами.

II. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

V. выводы

1. Проведено сравнительное исследование термостабильности формиатдегидрогеназы дикого типа из дрожжей Candida boidinii СЬоФДГ и мутантного фермента РэеФДГ GAV из бактерии Pseudomonas sp. 101 при различных pH, концентрации буфера и температурах. Определены константы скорости инактивации и активационные параметры для процессов термоинактивации обоих ферментов Показано, что РзеФДГ GAV превосходит по стабильности СЬоФДГ во всем исследованном диапазоне pH и концентраций буфера.

2. Разработана высокочувствительная методика детекции нанограммовых количеств ФДГ на мембранах. Данная методика может быть использована для скрининга библиотек мутантных формиатдегидрогеназ.

3. В результате анализа структуры ФДГ из сои Glycine max БоуФДГ предложено провести замены по положениям 127, 267 и 290. Проведено компьютерное моделирование возможных замен, отобраны наиболее перспективные варианты и получено 10 мутантных БоуФДГ. Показано, что введенные аминокислотные замены приводят к увеличению термостабильности и (или) улучшению кинетических параметров. Достигнуты величины каталитической эффективности, которые минимум в два раза превосходят таковые для других известных формиатдегидрогеназ.

4. Проведен анализ структуры ФДГ из бактерии Pseudomonas sp. 101 и получены мутантные РБеФДГ с заменами Cysl45Ala и Cysl45Ser и заменами остатка Cys354 на остатки Ala, Ser и Arg. Показано, что замены в 354-м положении не оказывают существенного влияния на каталитические свойства, но приводят к сильной дестабилизации фермента. Замена в 145 положении привела к улучшению константы Михаэлиса по формиату в два раза. Мутация Cysl45Ala не влияет, а замена Cysl45Ser увеличивает в два раза термостабильность фермента.

5. Разработан метод оценки химической стабильности формиатдегидрогеназ на основе изучения кинетики инактивации фермента пероксидом водорода. С помощью данного метода установлено, что остаток Cys354 не играет важной роли в химической стабильности РзеФДГ, в то время как двойная замена Cysl45Ser/Cys255Ala повышает таковую по сравнению с ферментом дикого типа в 18 раз.

6. Изучена химическая стабильность рекомбинантных ФДГ дикого типа из растений A. thaliana, сои G. max и бактерий S. aureus, синтез которых индуцируется при стрессовых воздействиях. Показано, что такие ферменты демонстрируют высокую устойчивость к инактивации пероксидом водорода, который образуется в клетке в условиях стресса.

ПоказатьСвернуть

Содержание

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ.

I. ВВЕДЕНИЕ.

II. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

2.1. Синтез оптически активных соединений с помощью

NAD (P)±3aBHCHMbix дегидрогеназ.

2.1.1. Общие основы регенерации NAD (P)H.

2.1.2. Особенности ферментативной регенерации NAD (P)H.

2.1.3. Формиатдегидрогеназы, используемые для регенерации NAD (P)H.

2.2. Общие сведения о формиатдегидрогеназе.

2.2.1. Локализация, физиологическая роль и клонирование генов ФДГ.

2.2.1.1. Микроорганизмы.

2.2.1.2. Высшие растения.

2.2.1.1. Высшие эукариоты.

2.2.2. Сравнительный анализ аминокислотных последовательностей формиатдегидрогеназ.

2.2.3. Пространственная структура формиатдегидрогеназ.

2.2.4. Кинетические свойства формиатдегидрогеназ.

2.2.5. Изучение и инженерия термостабильности формиатдегидрогеназ.

2.2.5.1. Увеличение термостабильности РБеФДГ.

2.2.5.2. Увеличение термостабильности СЬоФДГ.

2.2.6. Химическая стабильность формиатдегидрогеназ.

2.2.6.1. Увеличение химической стабильности ФДГ из Pseudomonas sp. 101 и Mycobacterium vaccae N10.

2.2.6.2. Увеличение химической стабильности ФДГ из C. boidinii.

2.2.6.3. Методы оценки химической стабильности формиатдегидрогеназ.

III. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ.

3.1. Материалы.

3.2. Методы исследования.

3.2.1. Электрофорез ДНК в агарозном геле.

3.2.2. Рестрикция фрагментов ДНК.

3.2.3. Выделение ДНК-фрагментов из агарозного геля.

3.2.4. Лигирование.

3.2.5. Трансформация клеток E. coli.

3.2.6. Выделение плазмидной ДНК.

3.2.7. Направленный мутагенез формиатдегидрогеназ с помощью ПЦР.

3.2.8. Направленный мутагенез формиатдегидрогеназ методом Кункеля.

3.2.9. Секвенирование ДНК.

3.2. 10. Получение фазмидной ДНК в одноцепочечной форме для проведения реакции направленного мутагенеза методом Кункеля.

3.2. 11. Выделение фага-помощника М13К07.

3.2. 12. Определение количества бляшкообразующих единиц фага.

3.2. 13. Экспрессия SoyFDH и ее мутантов в клетках E. coli.

3.2. 14. Выделение и очистка SoyFDH.

3.2. 15. Экспрессия PseFDH и ее мутантов в клетках E. coli.

3.2. 16. Выделение и очистка РБеФДГ.

3.2. 17. Экспрессия СЬоФДГ в клетках Е. coli.

3.2. 18. Выделение и очистка СЬоФДГ.

3.2. 19. Белковый электрофорез в денатурирующих условиях.

3.2. 20. Определение активности фермента.

3.2. 21. Определение констант Михаэлиса.

3.2. 22. Титрование активных центров и расчет каталитических констант.

3.2. 23. Изучение термостабильности по кинетике инактивации.

3.2. 24. Сравнение эффективность феназинметасульфата и

5-метилфеназинметасульфата.

3.2. 25. Влияние концентрации тетранитротетразолия синего.

3.2. 26. Проведение формиатдегидрогеназной реакции на мембранах.

3.2. 27. Количественное определение фермента на мембранах.

3.2. 28. Анализ кристаллической структуры ФДГ и моделирование трехмерной структуры мутантных ферментов.

3.2. 29. Исследование инактивации рекомбинантных ФДГ пероксидом водорода.

IV. РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ.

4.1. Исследование термостабильности формиатдегидрогеназ

СЬоФДГ и РэеФДГ GAV, применяемых на практике.

4.1.1. Определение механизма термоинактивации

СЬоФДГ и РэеФДГ GAV.

4.1.2. Анализ температурной зависимости констант скорости инактиваци.

4.1.1. Зависимость термостабильности РэеФДГ GAV и СЬоФДГ от концентрации фосфат-иона.

4.1.4. Влияние формиат-иона на термостабильность СЬоФДГ.

4.2. Разработка методики определения нанограммовых количеств формиатдегидрогеназы.

4.2.1. Зависимость скорости реакции от концентрации субстратов.

4.2.2. Спектральные характеристики системы детекции ФДГ.

4.2.3. Сравнение эффективности медиаторов ФМС и 5-метил-ФМС.

4.2.4. Определение оптимальной концентрации ТНТ.

4.3.1. Количественное определение ФДГ на мембранах.

4.3. Белковая инженерия формиатдегидрогеназы сои.

4.3.1. Выбор положений для направленного мутагенеза.

4.3.2. Введение других замен для стабилизации БоуФДГ.

4.3.3. Получение мутантных БоуФДГ.

4.3.3.1. Введение мутаций в ген soyfdh.

4.3.3.2. Экспрессия мутантных ферментов.

4.3.3.3. Очистка мутантных БоуФДГ.

4.3.4. Изучение кинетических свойств мутантных БоуФДГ.

4.3.4.1. Определение максимальной скорости и констант Михаэлиса.

4.3.4.2. Определение каталитической константы.

4.3.5. Температурная стабильность мутантных БоуФДГ.

4.4. Белковая инженерия формиатдегидрогеназы бактерии Pseudomonas sp. 101.

4.4.1. Компьютерный анализ структуры РзеФДГ.

4.4.2. Введение мутаций в ген psefdh.

4.4.3. Получение мутантных РзеФДГ с заменами по остаткам Cysl45 и Cys354.

4.4.4. Кинетические свойства мутантных по остаткам цистеина РэеФДГ.

4.4.4.1. Определение максимальной скорости и констант Михаэлиса.

4.4.4.2. Определение каталитической константы.

4.4.5. Термостабильность мутантных по остаткам цистеина РзеФДГ.

4.5. Исследование химической стабильности формиатдегидрогеназ.

4.5.1. Разработка методики исследования химической стабильности ФДГ по кинетике инактивации пероксидом водорода.

4.5.2. Инактивация пероксидом водорода мутантных

РэеФДГ с заменами остатков СуБ.

4.5.3. Сравнение химической стабильности ФДГ бактерий и растений.

V. ВЫВОДЫ.

Список литературы

1. Bommarius, A.S., Schwann, М., Stingl, К., Kottenhahn, М., Huthmacher, К., & Drauz, К. (1995) Synthesis and use of enantiomerically pure /eri-leucine. Tetrahedron-Asymmetry 6, 2851−2888.

2. Komeda, Т., Yurimoto, H., Kato, N., Sakai, Y., & Kondo, K. (2003) Cis-acting elements sufficient for induction of FDH1 expression by formate in the methylotrophic yeast Candida boidinii. Mol. Genet. Genomics 270, 273−280.

3. Resch, A., Rosenstein, R., Nerz, C., & Gotz, F. (2005) Differential gene expression profiling of Staphylococcus aureus cultivated under biofilm and planktonic conditions. Appl. Environ. Microbiol. 71, 2663−2676.

4. Colas des Francs-Small, C., Ambard-Bretteville, F., Darpas, A., Sallantin, M., Huet, J.C., Pernollet, J.C., & Remy, R. (1992) Variation of the Polypeptide Composition of Mitochondria Isolated from Different Potato Tissues. Plant Physiol. 98, 273−278.

5. Colas des Francs-Small, C., Ambard-Bretteville, F., Small, I.D., & Remy, R. (1993) Identification of a major soluble protein in mitochondria from nonphotosynthetic tissues as NAD-dependent formate dehydrogenase. Plant Physiol. 102, 1171−1177.

6. Vinals, C., Depiereux, E., & Feytmans, E. (1993) Prediction of Structurally Conserved Regions of D-Specific Hydroxy Acid Dehydrogenases by Multiple Alignment with Formate Dehydrogenase. Biochem. Biophys. Res. Commun. 192, 182−188.

7. Tishkov, V.I. & Popov, V.O. (2004) Catalytic mechanism and application of formate dehydrogenase. Biochemistry (Mosc.) 69, 1252−1267.

8. Alekseeva, A.A., Shabalin, I.G., Polyakov, K.M., & Tishkov, V.I. (2010) Formate dehyrogenase from soya Glycine max: cloning, expression, properties and structure of the recombinant enzyme. J. Biotechnol. 150, S476.

9. Alekseeva, A.A., Savin, S.S., & Tishkov, V.I. (2011) NAD±dependent Formate Dehydrogenase from Plants. Acta Naturae 3, 38−54.

10. Galkin, A., Kulakova, L., Tishkov, V., Esaki, N., & Soda, K. (1995) Cloning of formate dehydrogenase gene from a methanol-utilizing bacterium Mycobacterium vaccae N10. Appl. Microbiol. Biotechnol. 44,479−483.

11. Serov, A.E., Popova, A.S., Fedorchuk, V.V., & Tishkov, V.l. (2002) Engineering of coenzyme specificity of formate dehydrogenase from Saccharomyces cerevisiae. Biochemic. J. 367, 841 847.

12. Tishkov, V.l., Galkin, A.G., & Egorov, A.M. (1989) NAD-Dependent Formate Dehydrogenase of Methylotrophic Yeasts Isolation and Physico-chemical Properties. Biochemistry (Moscow) 54, 231−236.

13. Tishkov, V.l., Galkin, A.G., & Yegorov, A.M. (1991) NAD-Dependent Formate Dehydrogenase from Methylotrophic Bacterium Pseudomonas Sp 101 Cloning, Expression and Study of Gene Structure. Doklady Akademii Nauk SSSR 317, 745−748.

14. Lamzin, V.S., Dauter, Z., Popov, V.O., Harutyunyan, E.H., & Wilson, K.S. (1994) High resolution structures of holo and apo formate dehydrogenase. J. Mol. Biol. 236, 759−785.

15. Shabalin, I.G., Polyakov, K.M., Tishkov, V.l., & Popov, V.O. (2009) Atomic Resolution Crystal Structure of NAD (+)-Dependent Formate Dehydrogenase from Bacterium Moraxella sp. C-l. Acta Naturae. 1, 89−93.

16. Tishkov, V.I. & Popov, V.O. (2006) Protein engineering of formate dehydrogenase. Biomol. Eng. 23, 89−110.

17. Tishkov, V.I., Savin, S.S., & Khoronenkova, S.V. (2008) Creation of biocatalysts with prescribed properties. Rus. Chem. Bull. 57, 1033−1041.

18. Khoronenkova, S.V. & Tishkov, V.l. (2008) D-amino acid oxidase: physiological role and applications. Biochemistry (Moscow) 73, 1511−1518.

19. Tishkov, V.I. & Khoronenkova, S.V. (2005) D-amino acid oxidase: Structure, catalytic mechanism, and practical application. Biochemistry (Moscow) 70, 40−54.

20. Paulus, W.E. (1999) Pharmacotherapy in pregnancy., Ther. Umsch. 56, 602−607.

21. Speirs, A.L. (1962) Thalidomide and congenital abnormalities. Lancet 1, 303−305.

22. Mehvar, R., Brocks, D.R., & Vakily, M. (2002) Impact of stereoselectivity on the pharmacokinetics and pharmacodynamics of antiarrhythmic drugs. Clin. Pharmacokinet. 41, 533−558.

23. Vakily, M., Mehvar, R., & Brocks, D. (2002) Stereoselective pharmacokinetics and pharmacodynamics of anti-asthma agents. Ann. Pharmacother. 36, 693−701.

24. Patel, R.N. (2001) Enzymatic synthesis of chiral intermediates for Omapatrilat, an antihypertensive drug. Biomol. Eng. 17, 167−182.

25. Arnold, L.J., Jr., You, K., Allison, W.S., & Kaplan, N.O. (1976) Determination of the hydride transfer stereospecificity of nicotinamide adenine dinucleotide linked oxidoreductases by proton magnetic resonance. Biochemistry 15, 4844−4849.

26. LaReau, R.D. & Anderson, V.E. (1989) Lactate dehydrogenase displays absolute stereospecificity in the transfer of the prochiral hydrogen of NADH. J. Biol. Chem. 264, 15 338−15 343.

27. Weinhold, E.G., Glasfeld, A., Ellington, A.D., & Benner, S.A. (1991) Structural determinants of stereospecificity in yeast alcohol dehydrogenase. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A 88, 8420−8424.

28. Wu, H., Tian, C., Song, X., Liu, C., Yang, D., & Jiang, Z. (2013) Methods for the regeneration of nicotinamide coenzymes. Green Chem. 15, 1773−1789.

29. Shaked, Z. & Whitesides, G.M. (1980) Enzyme-catalyzed organic synthesis: NADH regeneration by using formate dehydrogenase. J. Am. Chem. Soc. 102, 7104−7105.

30. Olive, C., Geroch, M.E., & Levy, H.R. (1971) Glucose 6-phosphate dehydrogenase from Leuconostoc mesenteroides. Kinetic studies. J. Biol. Chem. 246, 2047−2057.

31. Viola, R.E. (1984) Kinetic studies of the reactions catalyzed by glucose-6-phosphate dehydrogenase from Leuconostoc mesenteroides: pH variation of kinetic parameters. Arch. Biochem. Biophys. 228, 415−424.

32. Weckbecker, A., Groger, H., & Hummel, W. (2010) Regeneration of Nicotinamide Coenzymes: Principles and Applications for the Synthesis of Chiral Compounds. Adv. Biochem. Eng Biotechnol.

33. Liu, Y., Xu, Z., Jing, K., Jiang, X., Lin, J., Wang, F., & Cen, P. (2005) Asymmetric reduction of ethyl 4-chloro-3-oxobutanoate to ethyl ®-4-chloro-3-hydroxybutanoate with two co-existing, recombinant Escherichia coli strains. Biotechnol. Lett. 27, 119−125.

34. Yamamoto, K., Kurisu, G., Kusunoki, M., Tabata, S., Urabe, I., & Osaki, S. (2001) Crystal structure of glucose dehydrogenase from Bacillus megaterium IWG3 at 1.7 A resolution. J. Biochem. (Tokyo) 129, 303−312.

35. Yun, H., Choi, H.L., Fadnavis, N.W., & Kim, B.G. (2005) Stereospecific synthesis of (/?)-2-hydroxy carboxylic acids using recombinant E. coli BL21 overexpressing YiaE from

36. Escherichia coli K12 and glucose dehydrogenase from Bacillus subtilis. Biotechnol. Prog, 21, 366−371.

37. Pauly, H.E. & Pfleiderer, G. (1975) D-glucose dehydrogenase from Bacillus megaterium M 1286: purification, properties and structure. Hoppe Seylers. Z. Physiol Chem. 356, 1613−1623.

38. Eguchi, T" Kuge, Y., Inoue, K., Yoshikawa, N., Mochida, K., & Uwajima, T. (1992) NADPH regeneration by glucose dehydrogenase from Gluconobacter scleroides for 1-leucovorin synthesis. Biosci. Biotechnol. Biochem. 56, 701−703.

39. Costas, A.M., White, A.K., & Metcalf, W.W. (2001) Purification and characterization of a novel phosphorus-oxidizing enzyme from Pseudomonas stutzeri WM88. J. Biol. Chem. 276, 1 742 917 436.

40. Relyea, H.A. & van der Donk, W.A. (2005) Mechanism and applications of phosphite dehydrogenase. Bioorg. Chem. 33, 171−189.

41. Vrtis, J.M., White, A.K., Metcalf, W.W., & van der Donk, W.A. (2002) Phosphite dehydrogenase: a versatile cofactor-regeneration enzyme. Angew. Chem. Int. Ed Engl. 41, 3257−3259.

42. Woodyer, R., Zhao, H., & van der Donk, W.A. (2005) Mechanistic investigation of a highly active phosphite dehydrogenase mutant and its application for NADPH regeneration. FEBS J. 272,3816−3827.

43. Lauterbach, L., Lenz, O., & Vincent, K.A. (2013) H2-driven cofactor regeneration with NAD (P)(+) -reducing hydrogenases. FEBS J. 280, 3058−3068.

44. Rundback, F., Fidanoska, M., & Adlercreutz, P. (2012) Coupling of permeabilized cells of Gluconobacter oxydans and Ralstonia eutropha for asymmetric ketone reduction using H2 as reductant. J. Biotechnol. 157, 154−158.

45. Hatrongjit, R. & Packdibamrung, K. (2010) A novel NADP (+)-dependent formate dehydrogenase from Burkholderia stabilis 15 516: Screening, purification and characterization. Enz. Microbial Technol. 46, 557−561.

46. Andreadeli, A, Platis, D., Tishkov, V., Popov, V., & Labrou, N.E. (2008) Structure-guided alteration of coenzyme specificity of formate dehydrogenase by saturation mutagenesis to enable efficient utilization ofNADP+. FEBS J. 275, 3859−3869.

47. Ikeda, H., Ishikawa, J., Hanamoto, A., Shinose, M., Kikuchi, H., Shiba, T., Sakaki, Y., Hattori, M., & Omura, S. (2003) Complete genome sequence and comparative analysis of the industrial microorganism Streptomyces avermitilis. Nat. Biotechnol. 21, 526−531.

48. Woodyer, R., van der Donk, W.A., & Zhao, H. (2003) Relaxing the nicotinamide cofactor specificity of phosphite dehydrogenase by rational design. Biochemistry 42, 11 604−11 614.

49. Woodyer, R., van der Donk, W.A., & Zhao, H. (2006) Optimizing a biocatalyst for improved NAD (P)H regeneration: directed evolution of phosphite dehydrogenase. Comb. Chem. High Throughput. Screen. 9, 237−245.

50. Mesentsev, A.V., Lamzin, V.S., Tishkov, V.I., Ustinnikova, T.B., Popov, V.O. (1997) Effect of pH on kinetic parameters of NAD±dependent formate dehydrogenase. Biochem. J. 321 (Pt 2), 475−480.

51. Relyea, H.A., Vrtis, J.M., Woodyer, R., Rimkus, S.A., & van der Donk, W.A. (2005) Inhibition and pH dependence of phosphite dehydrogenase. Biochemistry 44, 6640−6649.

52. Chenault, H.K., Simon, E.S., & Whitesides, G.M. (1988) Cofactor regeneration for enzyme-catalysed synthesis. Biotechnol. Genet. Eng. Rev. 6, 221−270.

53. De Wildeman, S.M., Sonke, T., Schoemaker, H.E., & May, 0. (2007) Biocatalytic reductions: from lab curiosity to «first choice». Acc. Chem. Res. 40, 1260−1266.

54. Drepper, T., Eggert, T., Hummel, W., Leggewie, C., Pohl, M., Rosenau, F., Wilhelm, S., & Jaeger, K.E. (2006) Novel biocatalysts for white biotechnology. Biotechnol. J. 1, 777−786.

55. Hummel, W. & Kula, M.R. (1989) Dehydrogenases for the synthesis of chiral compounds. Eur. J. Biochem. 184, 1−13.

56. Hummel, W. (1999) Large-scale applications of NAD (P)-dependent oxidoreductases: recent developments. Trends Biotechnol. 17, 487−492.

57. Ishige, T., Honda, K., & Shimizu, S. (2005) Whole organism biocatalysis. Curr. Opin. Chem. Biol. 9, 174−180.

58. Kragl, U., Kruse, W., Hummel, W., & Wandrey, C. (1996) Enzyme engineering aspects of biocatalysis: cofactor regeneration as example. Biotechnol. Bioeng. 52, 309−319.

59. Legoy, M.D., Garde, V. L, Le Moullec, J.M., Ergan, F., & Thomas, D. (1980) Cofactor regeneration in immobilized enzyme systems: chemical grafting of functional NAD in the active site of dehydrogenases. Biochimie 62, 341−345.

60. Leonida, M.D. (2001) Redox enzymes used in chiral syntheses coupled to coenzyme regeneration. Curr. Med. Chem. 8, 345−369.

61. Liu, W. & Wang, P. (2007) Cofactor regeneration for sustainable enzymatic biosynthesis. Biotechnol. Adv. 25, 369−384.

62. Parmentier, S., Arnaut, F., Soetaert, W., & Vandamme, E.J. (2003) Application of NAD-dependent polyol dehydrogenases for enzymatic mannitol/sorbitol production with coenzyme regeneration. Commun. Agric. Appl. Biol. Sei. 68, 255−262.

63. Patel, R.N. (2001) Enzymatic synthesis of chiral intermediates for drug development. Advanced Synthesis & Catalysis 343, 527−546.

64. Rickus, J. (2005) Impact of coenzyme regeneration on the performance of an enzyme-based optical biosensor: a computational study. Biosens. Bioelectron. 21, 965−972.

65. Riva, S., Bovara, R., Pasta, P., & Carrea, G. (1988) Oxidoreduction of steroids with immobilized hydroxysteroid dehydrogenases and cofactor regeneration. Ann. N. Y. Acad. Sei. 542, 413−416.

66. Schrader, J., Etschmann, M.M., Sell, D., Hilmer, J.M., & Rabenhorst, J. (2004) Applied biocatalysis for the synthesis of natural flavour compounds-current industrial processes and future prospects. Biotechnol. Lett. 26, 463−472.

67. Urlacher, V. B" Lutz-Wahl, S., & Schmid, R.D. (2004) Microbial P450 enzymes in biotechnology. Appl. Microbiol. Biotechnol. 64,317−325.

68. Urlacher, V.B. & Schmid, R.D. (2004) Protein engineering of the cytochrome P450 monooxygenase from Bacillus megaterium. Methods Enzymol. 388, 208−224.

69. Urlacher, V.B. & Schmid, R.D. (2006) Recent advances in oxygenase-catalyzed biotransformations. Curr. Opin. Chem. Biol. 10, 156−161.

70. Wandrey, C. (2004) Biochemical reaction engineering for redox reactions. Chem. Ree. 4, 254 265.

71. Weckbecker, A., Groger, H., & Hummel, W. (2010) Regeneration of nicotinamide coenzymes: principles and applications for the synthesis of chiral compounds. Adv. Biochem. Eng Biotechnol. 120, 195−242.

72. Wichmann, R. & Vasic-Racki, D. (2005) Cofactor regeneration at the lab scale. Adv. Biochem. Eng Biotechnol. 92, 225−260.

73. Zhao, H. & van der Donk, W.A. (2003) Regeneration of cofactors for use in biocatalysis. Curr. Opin. Biotechnol. 14, 583−589.

74. Ikemi, M., Koizumi, N., & Ishimatsu, Y. (1990) Sorbitol production in charged membrane bioreactor with coenzyme regeneration system: I. Selective retainment of NADP (H) in a continuous reaction. Biotechnol. Bioeng. 36, 149−154.

75. Ikemi, M., Ishimatsu, Y., & Kise, S. (1990) Sorbitol production in charged membrane bioreactor with coenzyme regeneration system: II. Theoretical analysis of a continuous reaction with retained and regenerated NADPH. Biotechnol. Bioeng. 36, 155−165.

76. Woltinger, J., Karau, A., Leuchtenberger, W., & Drauz, K. (2005) Membrane reactors at Degussa. Adv. Biochem. Eng Biotechnol. 92, 289−316.

77. Schute, H., Flossdorf, J., Sahm, H., & Kula, M.R. (1976) Purification and properties of formaldehyde dehydrogenase and formate dehydrogenase from Candida boidinii. Eur. J. Biochem. 62, 151−160.

78. Egorov, A.M., Avilova, T.V., Dikov, M.M., Popov, V.O., Rodionov, Y.V., & Berezin, I.V. (1979) NAD-dependent formate dehydrogenase from methylotrophic bacterium, strain 1. Purification and characterization. Eur. J. Biochem. 99, 569−576.

79. Родионов Ю. В, Авилова T.B., Захарова E.B., Платоненкова Л. С., Епоком A.M., Березин И. В. (1977) NAD-зависимая формиатдегидрогеназа метилотрофных бактерий. Выделение и свойства. Биохимия 42, 1896−1904.

80. Родионов Ю. В, Авилова Т. В., Попов В. О. (1977) NAD-зависимая формиатдегидрогеназа метилотрофных бактерий. Характеристика и стабильность растворимого и иммобилиззованного фермента. Биохимия 42, 2020−2026.

81. Urlacher, V.B., Makhsumkhanov, A., & Schmid, R.D. (2006) Biotransformation of beta-ionone by engineered cytochrome P450 BM-3. Appl. Microbiol. Biotechnol. 70, 53−59.

82. Urlacher, V.B. & Eiben, S. (2006) Cytochrome P450 monooxygenases: perspectives for synthetic application. Trends Biotechnol. 24, 324−330.

83. Kuhn, D., Buhler, B., & Schmid, A. (2012) Production host selection for asymmetric styrene epoxidation: Escherichia coli vs. solvent-tolerant Pseudomonas. J. Ind. Microbiol. Biotechnol. 39, 1125−1133.

84. Khangulov, S.V., Gladyshev, V.N., Dismukes, G.C., & Stadtman, T.C. (1998) Selenium-containing formate dehydrogenase H from Escherichia coli: a molybdopterin enzyme that catalyzes formate oxidation without oxygen transfer. Biochemistry 37, 3518−3528.

85. Tishkov, V.I., Galkin, A.G., & Egorov, A.M. (1991) NAD-dependent formate dehydrogenase of methylotrophic bacteria Pseudomonas sp. 101: cloning, expression, and study of the genetic structure., Dokl. Akad. NaukSSSR 317, 745−748.

86. Tishkov, V.I., Galkin, A.G., Marchenko, G.N., Tsygankov, Y.D., & Egorov, A.M. (1993) Formate dehydrogenase from methylotrophic bacterium Pseudomonas sp. 101: gene cloning and expression in Escherichia coli. Biotechnol. Appl. Biochem. 18 (Pt 2), 201−207.

87. Galkin, A., Kulakova, L., Tishkov, V., Esaki, N., & Soda, K. (1995) Cloning of formate dehydrogenase gene from a methanol-utilizing bacterium Mycobacterium vaccae N10. Appl. Microbiol. Biotechnol. 44, 479−483.

88. Nanba, H., Takaoka, Y., & Hasegawa, J. (2003) Purification and characterization of formate dehydrogenase from Ancylobacter aquaticus strain KNK607M, and cloning of the gene. Biosci. Biotechnol. Biochem. 67, 720−728.

89. Nanba, H., Takaoka, Y., & Hasegawa, J. (2003) Purification and characterization of an alpha-haloketone-resistant formate dehydrogenase from Thiobacillus sp. strain KNK65MA, and cloning of the gene. Biosci. Biotechnol. Biochem. 67, 2145−2153.

90. Ding, H.T., Liu, D.F., Li, Z.L., Du, Y.Q., Xu, X.H., & Zhao, Y.H. (2011) Characterization of a thermally stable and organic solvent-adaptative NAD (+)-dependent formate dehydrogenase from Bacillus sp Fl. J. Appl. Microbiol. Ill, 1075−1085.

91. Allen, S.J. & Holbrook, J.J. (1995) Isolation, sequence and overexpression of the gene encoding NAD-dependent formate dehydrogenase from the methylotrophic yeast Candida methylica. Gene 162, 99−104.

92. Slusarczyk, H., Felber, S., Kula, M.R., & Pohl, M. (2000) Stabilization of NAD-dependent formate dehydrogenase from Candida boidinii by site-directed mutagenesis of cysteine residues. Eur. J. Biochem. 267, 1280−1289.

93. Labrou, N.E. & Rigden, D.J. (2001) Active-site characterization of Candida boidinii formate dehydrogenase. Biochem. J. 354, 455−463.

94. Barnett, M.J., Fisher, R.F., Jones, T., Komp, C., AboIa, A.P., Barloy-HubIer, F., Bowser, L., et al. (2001) Nucleotide sequence and predicted functions of the entire Sinorhizobium meliloti pSymA megaplasmid. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A 98, 9883−9888.

95. Overkamp, K.M., Kotter, P., van Der, H.R., Schoondermark-Stolk, S., Luttik, M.A., van Dijken, J.P., & Pronk, J.T. (2002) Functional analysis of structural genes for NAD (+)-dependent formate dehydrogenase in Saccharomyces cerevisiae. Yeast 19, 509−520.

96. Saleeba, J.A., Cobbett, C.S., & Hynes, M.J. (1992) Characterization of the amdA-regulated aciA gene of Aspergillus nidulans. Mol. Gen. Genet. 235, 349−358.

97. Chow, C.M. & RajBhandary, U.L. (1993) Developmental regulation of the gene for formate dehydrogenase in Neurospora crassa. J. Bacteriol. 175, 3703−3709.

98. Davison, D.C. (1951) Studies on plant formic dehydrogenase. Biochem. J. 49, 520−526.

99. Ambard-Bretteville, F., Small, I., Grandjean, 0., & Colas, d.F. -S. (2003) Discrete mutations in the presequence of potato formate dehydrogenase inhibit the in vivo targeting of GFP fusions into mitochondria. Biochem. Biophys. Res. Commun. 311, 966−971.

100. Jansch, L., Kruft, V., Schmitz, U.K., & Braun, H.P. (1996) New insights into the composition, molecular mass and stoichiometry of the protein complexes of plant mitochondria. Plant J. 9, 357−368.

101. Olson, B.J., Skavdahl, M., Ramberg, H., Osterman, J.C., & Markwell, J. (2000) Formate dehydrogenase in Arabidopsis thaliana: characterization and possible targeting to the chloroplast. Plant Science 159, 205−212.

102. Hwang, L., Hocking-Murray, D., Bahrami, A.K., Andersson, M., Rine, J., & Sil, A. (2003) Identifying phase-specific genes in the fungal pathogen Histoplasma capsulatum using a genomic shotgun microarray. Mol. Biol. Cell 14, 2314−2326.

103. Weerasinghe, P.A., Weerasekera, M.L.M.C., & van Holm, L.H.J. (1999) Use of isoenzymes to differentiate growth categories of Pericopsis mooniana trees. Biologia Plantarum 42, 541 547.

104. Bykova, N.V., Stensballe, A., Egsgaard, H., Jensen, O.N., & Moller, I.M. (2003) Phosphorylation of formate dehydrogenase in potato tuber mitochondria. J. Biol. Chem. 278, 26 021−26 030.

105. Lamzin, V.S., Dauter, Z., Popov, V.O., Harutyunyan, E.H., & Wilson, K.S. (1994) High resolution structures of holo and apo formate dehydrogenase. J. Mol. Biol. 236, 759−785.

106. Popov, V.O., Shumilin, I.A., Ustinnikova, T.B., Lamzin, V.S., & Egorov, Ts.A. (1990) NAD-dependent formate dehydrogenase from methylotrophic bacterium Pseudomonas sp. 101. I. Amino acid sequence. Bioorgan. Chem. 16, 324−335.

107. Tishkov, V.I. & Popov, V.O. (2004) Catalytic mechanism and application of formate dehydrogenase. Biochemistry (Moscow) 69, 1252−1267.

108. Rojkova, A.M., Galkin, A.G., Kulakova, L.B., Serov, A.E., Savitsky, P.A., Fedorchuk, V.V., & Tishkov, V.I. (1999) Bacterial formate dehydrogenase. Increasing the enzyme thermal stability by hydrophobization of alpha-helices. FEBS Lett. 445, 183−188.

109. Одинцева E.P., Попова А. С., Рожкова A.M., Тишков В. И. (2002). Роль остатков цистеина в стабильности бактериальной формиатдегидрогеназы. Вестн. Моск. Ун-та. Сер.2 Химия, т. 43, № 6, с. 356−359.

110. Hatrongjit, R. & Packdibamrung, K. A novel NADP (+)-dependent formate dehydrogenase from Burkholderia stabilis 15 516: Screening, purification and characterization. Enz. Microb. Technol. 46,557−561. 2010.

111. Davis B.G., Celik A., Davies G.J., & Ruane K.M. World Patent W02010/4 1055(A2) Novel Enzyme. 1−71. 2010.

112. МЗ. Садыхов Э. Г Получение, термостабильность и структурные исследования формиатдегидрогеназ из различных источников. Диссертация кандидата химических наук. 2007. Москва, Институт Биохимии им. А. Н. Баха РАН

113. Yamamoto, H., Mitsuhashi, K., Kimoto, N., Kobayashi, Y., & Esaki, N. (2004) Robust NADH-regenerator: improved alpha-haloketone-resistant formate dehydrogenase. Appl. Microbiol. Biotechnol.

114. Andreadeli, A., Flemetakis, E., Axarli, I., Dimou, M., Udvardi, M.K., Katinakis, P., & Labrou, N.E. (2009) Cloning and characterization of Lotus japonicus formate dehydrogenase: a possible correlation with hypoxia. Biochim. Biophys. Acta 1794, 976−984.

115. Schirwitz, K., Schmidt, A., & Lamzin, V.S. (2007) High-resolution structures of formate dehydrogenase from Candida boidinii. Protein Sci. 16, 1146−1156.

116. Serov, A.E., Odintzeva, E.R., Uporov, I.V., & Tishkov, V.I. (2005) Use of Ramachandran plot for increasing thermal stability of bacterial formate dehydrogenase. Biochemistry (Moscow) 70, 804−808.

117. Serov, A.E. & Tishkov, V.I. (2006) Baker’s yeast formate dehydrogenase: Unusual mechanism of thermal inactivation and stabilization by ionic strength and cofactor. Moscow Univ. Chem. Bull. 61, 1−5.

118. Slusarczyk, H., Felber, S., Kula, M., & Pohl, M. New formate dehydrogenase mutants, useful for co-factor regeneration in enzymatic production of e.g. amino acids, have improved stability and activity. Degussa, A. G. EP1295937-А2. 2003.

Заполнить форму текущей работой