Промежуточные состояния в сворачивании белков и их функциональная роль

Тип работы:
Диссертация
Предмет:
Биофизика
Страниц:
209


Узнать стоимость новой

Детальная информация о работе

Выдержка из работы

1.1. Проблема сворачивания белков имеет два аспекта: биохимический, связанный с биосинтезом белковой последовательности на рибосоме, и физический, отражающий сворачивание этой последовательности в нативную функционирующую трехмерную структуру. Один из центральных вопросов физики белка, как белковая молекула сворачивается в жесткую пространственную структуру, остается актуальным с момента расшифровки первой пространственной структуры белка с помощью рентгеноструктурного анализа. Актуальность этой проблемы сохраняется до настоящего времени. Проблема правильного сворачивания отнюдь не является тривиальной, поскольку белку приходится решать, как выбрать правильный путь из астрономического числа возможных конформаций и не попасть в энергетическую ловушку (парадокс Левинталя, Levinthal, 1968). Как было показано Анфинсеном (Ап: ?1пзеп, 1973), полностью развернутая гуанидингидрохлоридом рибонуклеаза, А с разорванными Б-Б связями способна свернуться в активное состояние, будучи помещена в нативные условия. Это означает, что вся информация о сворачивании белковой молекулы заключена в ее первичной последовательности, а это делает возможным изучать сворачивание белков прямыми физическими методами.

С другой стороны, накопившаяся информация о третичной структуре глобулярных белков свидетельствует о наличии сходных элементов в структурной организации белков.

Все белки обладают определенными элементами вторичной структуры (а-спирали, (3-структура, так или иначе структурированные петли и неупорядоченные участки). Благодаря этому, часть гидрофобных участков кластеризуется, образуя гидрофобное ядро молекулы, что, в свою очередь, приводит к определенному расположению элементов вторичной структуры относительно друг друга, т. е. к определенному ходу полипептидной цепи в пространстве, называемому & quot-укладкой"- или & quot-топологией"- цепи (tertiary fold). Устойчивость к внешним воздействиям окружающей среды достигается плотной упаковкой боковых групп аминокислотных остатков, что приводит к появлению жесткой третичной структуры, т. е. фиксированному положению большинства атомов белковой молекулы в пространстве. Эта третичная структура зависит от всех деталей аминокислотной последовательности и является специфичной для данного белка, в то время как топология, как оказалось, может быть сходной, и даже иногда идентичной, для разных белков (Richardson, 1977, 1981). Анализ этого сходства показал, что оно не является результатом эволюционной дивергенции или функциональной конвергенции, а следует из общих законов молекулярной физики (Ptitsyn & Finkelstein, 1980- Finkelstein &

Ptitsyn, 1987).

V. ОСНОВНЫЕ РЕЗУЛЬТАТЫ И ВЫВОДЫ

А. Исследования расплавленной глобулы.

1) Показано, что размеры молекул белка в состоянии расплавленной глобулы только на 14±2% превышает эту величину для нативного состояния, что соответствует увеличению объема на 50±8%. Это означает, что состояние расплавленной глобулы значительно более компактно, чем развернутое состояние, но менее компактно, чем нативное.

2) Показано, что белковая молекула в состоянии расплавленной глобулы имеет более плотно упакованное & quot-ядро"- и значительно более рыхлую оболочку. Этот вывод подтверждается также нашими данными по удельному парциальному объему и ультразвуковой сжимаемости.

3) Показано, что нативное состояние отделено от состояния расплавленной глобулы внутримолекулярным аналогом фазового перехода первого рода.

4) Изучение полимерных моделей показало, что: физической основой компактности белков является не эволюционно отобранная аминокислотная последовательность, а определенное соотношение гидрофобных и гидрофильных остатков в белковой цепи- доменный характер плавления больших белков не определяется специфичностью аминокислотной последовательности, а скорее является типичной характеристикой больших молекул, зависящей от соотношения объема и поверхности системы.

Б. Исследования функциональной роли расплавленной глобулы.

1) Высказана гипотеза о функциональной роли расплавленной глобулы, которая получила экспериментальное подтверждение и широкое признание.

2) Предложено и экспериментально обосновано объяснение денатурирующего действия мембранного поля на структуру белка (главным образом путем понижения диэлектрической проницаемости среды). Доказательство гипотезы проведено путем изучения поведения цитохрома с и ретинолов язывающего белка- а) показано, что при концертном действии умеренно низких рН и диэлектрической проницаемости среды цитохром с совершает конформационный переход из нативного остояния в состояниие расплавленной глобулы- б) показано,! что ретинол может быть удален из своего белка-носителя в мягких денатурирующих условиях, сходных с теми, которые можно ожидать около мембраны. Таким образом, смоделирована функция белка в поле мембраны -освобождение ретинола из ретинол-связывающего белка.

3) Предложена гипотеза о связи кинетического интермедиата в сворачивании белка (расплавленной глобулы) с генетическими болезнями. Из этой гипотезы вытекает необходимость нового подхода к созданию действенных лекарств против этих заболеваний, направленных на обеспечение правильности сворачивания белка в клетке.

VI. СПИСОК ПУБЛИКАЦИЙ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ:

Статьи в отечественных журналах:

1. Бычкова В. Е., Семисотнов Г. В., Птицын О. Б., Гудкова О. В., Митин Ю. В., Ануфриева Е. В. Компактная структура статистических сополимеров из гидрофобного и гидрофильного аминокислотных остатков. // Молекулярная биология. 1980. Т. 14. No.2. С. 278−286.

2. Родионова H.A., Семисотнов Г. В., Кутышенко В. П., Уверский В. Н., Болотина И. А., Бычкова В. Е., Птицын О. Б. Стадийность равновесного разворачивания карбоангидразы В сильными денатурантами. // Молекулярная биология. 1989. Т. 23. No.3. С. 683−692.

3. Бычкова В. Е., Бартошевич С. Ф., Кленин С. И. Сравнительное исследование коэффициентов диффузии а-лактальбуминов и лизоцима с помощью поляризационного интерферометра. // Биофизика. 1990. Т. 35. No.2. С. 242−248.

4. Бычкова В. Е., Птицын О. Б. Состояние расплавленной глобулы белковой молекулы становится скорее правилом, чем исключением. // Биофизика. 1993. Т. 38. No.l. С. 58−66.

5. Бычкова В. Е., Птицын О. Б. Функциональное состояние денатурированных белков: принципы моделирования и первые результаты. // Цитология. 1995. Т. 37. No. 12. С. 1238−1250.

6. Бычкова В. Е. О функциональной роли ненативных белков. // Сб. & quot-Успехи биологической химии& quot-. 1997. Т. 37. С. 49−99.

Статьи в международных журналах.

7. Anufrieva E.V., Bychkova V.E., Krakovyak M.G., Pautov V.D., Ptitsyn О.В. A synthetic polypeptide with a compact structure and its self-organization. // FEBS Lett. 1975.

Vol. 55. P. 46−49.

8. Dolgikh D.A., Gilmanshin R.I., Brazhnikov E.V., Bychkova V.E., Semisotnov G.V., Venyaminov S. Yu., Ptitsyn O.B. a-lactalbumin: compact state with fluctuating tertiary structure? // FEBS Lett. 1981. Vol. 136. P. 311−315.

9. Dolgikh D.A., Abaturov L.V., Bolotina I.A., Brazhnikov E.V., Bychkova V.E., Bushuev V.N., Gilmanshin R.I., Lebedev Yu.O., Semisotnov G.V., Tiktopulo E.I., Ptitsyn O.B. Compact state of a protein molecule with pronounced small-scale mobility: bovine a-lactalbumin. // Eur. Biophys. J. 1985. Vol. 13. P. 109−121.

10. Gast K., Zirwer D., Welfle H., Bychkova V.E., Ptitsyn O.B. Quasielastic light scattering from human a-lactalbumin: comparison of molecular dimensions in native and «molten globule» states. // Int. J. Biol. Macromol. 1986. Vol. 8. P. 231−236.

11. Damaschun G., Gernat Ch., Damaschun H., Bychkova V.E. ,

Ptitsyn O.B. Comparison of intramolecular packing of a protein in native and «molten globule» states. // Int. J.

Biol. Macromol. 1986. Vol. 8. P. 226−230.

12. Pfeil W., Bychkova V.E., Ptitsyn O.B. Physical nature of the phase transition in globular proteins: calorimetric study of human a-lactalbumin. // FEBS Lett. 1986. Vol. 198. P. 287−291.

13. Ptitsyn O.B., Damaschun G., Gernat Ch., Damaschun H., Bychkova V.E. Comparison of intramolecular packings in human a-lactalbumin in native and «molten globule» states. // Studia biophysica. 1986. Vol. 112. P. 207−211.

14. Gernat Ch., Damaschun G., Krober R., Bychkova V.E., Ptitsyn O.B. Large-angle diffuse X-ray scattering from a homopolypeptide and some proteins. // Studia biophysica.

1986. Vol. 112. P. 213−219.

15. Bychkova V.E., Pain R., Ptitsyn O.B. The «molten globule» state is involved in the translocation of proteins across membranes? //FEBS Lett. 1988. Vol. 238. P. 231−234.

16. Pfeil W., Welfle K. Bychkova V.E. Guanidine hydrochloride titration of the unfolded apocytochrome c studied by calorimetry. //Studia biophysica. 1991. Vol. 140. P. 5−12.

17. Damaschun G., Damaschun H., Gast K., Zirwer D., Bychkova V.E. Solvent dependence of dimensions of unfolded protein chains. // Int. J. Biol. Macromol. 1991. Vol. 13. P. 217−221.

18. Gast K., Damaschun G., Damaschun H., Misselwitz R. ,

Zirwer, D., Bychkova, V.E. Compactness of protein molecules in native and denatured states as revealed by laser light scattering and X-ray scattering. // In: Laser

Light Scattering, ed. By S. Harding & D.B. Sattelle, Royal

Soc. Chem. Cambridge, UK, 1991. P. 209−224.

19. Bychkova V.E., Berni R., Rossi G.L., Kutyshenko V.P., Ptitsyn O.B. Retinol-binding protein is in the molten globule state at low pH. // Biochemistry. 1992. Vol. 31.

P. 7566−7571.

20. Ptitsyn O.B., Zanotti G., Denesyuk A.I., B$chkova V.E. Mechanism of pH-induced release of retinol from retinol-binding protein. // FEBS Lett. 1993. Vol. 317. P. 181−184.

21. Bychkova V.E., Ptitsyn O.B. The molten globule in vitro and in vivo. // Chemtracts-Biochem. & Mol. Biol. 1993. Vol. 4. P. 133−163.

22. Tiktopulo E.I.,. Bychkova V.E., Ricka J., Ptitsyn O.B. Cooperativity of coil-globule transition in homopolymer: microcalorimetric study of poly (N-isopropylacrylamide). // Macromolecules. 1994. Vol. 27, P. 2879−2882.

23. Bychkova V.E., Ptitsyn, O.B. Folding intermediates are involved in genetic diseases? // FEBS Lett. 1995. Vol. 359. P. 6−8.

24. Ptitsyn O.B., Bychkova V.E., Uversky V.N. Kinetic and equilibrium folding intermediates. // Phil. Trans. Royal

Soc. 1995. London, Ser. B, Vol. 348. P. 35−41.

25. Tiktopulo E.I., Uversky V.N., Lushchik V.B., Klenin S.I., Bychkova V.E., Ptitsyn O.B. «Domain» coil-globule transition in homopolymers. // Macromolecules. 1995. Vol.

28. P. 7519−7520.

26. Bychkova V.E., Dujsekina A.E., Klenin S.I., Tiktopulo E.I., Uversky V.N., Ptitsyn O.B. Molten globule-like state of cytochrome с under conditions simulating those near the membrane surface. // Biochemistry. 1996. Vol.

35. P. 6058−6063.

27. Kharakoz D.P. and Bychkova V.E. Molten globule of human a-lactalbumin: hydration, density and compressibility of the interior. //Biochemistry. 1997. Vol. 36. P. 1882−1890.

Тезисы отечественных конференций:

28. Бычкова В. Е., Птицын О. Б. Синтетический гидрофобно-гидрофильный полипептид с компактной структурой. // Материалы Симпозиума по химии и биохимии белков и пептидов. Ташкент. 1975. С. 41−42.

29. Бычкова В. Е., Семисотнов Г. В., Ануфриева Е. В., Птицын .0.Б. Компактное состояние полипептидных цепей со случайным чередованием полярных и неполярных остатков. // Тезисы V Всесоюзного симозиума по химии и физике белков и пептидов. Баку. 1980. С. 50.

30. Гильманшин Р. И., Бычкова В. Е., Веньяминов С. Ю. ,

Семисотнов Г. В., Тиктопуло Е. И., Птицын О. Б. Человеческий а-лактальбумин: различные компактные формы без уникальной пространственной структуры. // Тезисы докладов I Всесоюзного биофизического съезда. Москва. 1982. С. 19.

31. Дамашун Г., Гернат К., Дамашун X., Бычкова В. Е., Птицын О. Б. Сравнение внутримолекулярной упаковки белка в нативном состоянии и состоянии расплавленной глобулы. // Тезисы докладов Симпозиума по физико-химическим свойствам биополимеров в растворе и клетках. Пущино. 1985. С. 57.

32. Гаст К., Цирвер Д., Вельфле X., Бычкова В. Е., Птицын О. Б. Квазиупругое светорассеяние человеческим а-лактальбумином: сравнение размеров в нативном состоянии и состоянии расплавленной глобулы. // Тезисы докладов Симпозиума по физико-химическим свойствам биополимеров в растворе и клетках. Пущино. 1985. С. 58.

33. Пфайль В., Бычкова В. Е., Птицын О. Б. Калориметрическое исследование различных стадий разворачивания человеческого а-лактальбумина. // Тезисы докладов Симпозиума по физико-химическим свойствам биополимеров в растворе и клетках. Пущино. 1985. С. 61.

Тезисы международных конференций:

34. Bychkova V.E., Anufrieva E.V., Gudkov А.Т., Krakovyak M.G., Mitin Yu.V., Pautov V.D., Ptitsyn O.B. Synthetic polypeptide with a compact structure and its self-organization. // Soviet-French symposium on the physical chemistry of proteins and peptides, abstracts. Pushchino. 1975. P. 48.

35. Bychkova V.E., Semisotnov G.V., Ptitsyn O.B., Anufrieva E.V., Gudkova O.V., Mitin Yu.V. Synthetic polypeptides with compact structure. // XII FEBS meetings, abstracts.

Dresden. 1978. P. 2243.

36. Ptitsyn O.B., Bychkova V.E., Semisotnov G.V., Mitin Yu.V., Gudkova O.V. Compact structure of random hydrophobic-hydrophilic copolypeptides. // International symposium on macromolecular chemistry, abstracts. Tashkent. 1978. P. 186.

37. Ptitsyn O.B., Bychkova V.E., Dolgikh D.A., Semisotnov G.V., Uversky V.N. Molten globule and protein folding. //

Modern problems of physical chemistry of macromolecules. International school-seminar. Pushchino. 1991. Abstracts. P. 57−58.

38. Bychkova V.E., Damaschun G., Damaschun H., Gast K., Zirwer D., Ptitsyn O.B. Solvent dependence of dimensions of unfolded protein chain. // Modern problems of physical chemistry of macromolecules. International school-seminar. Pushchino. 1991. Abstracts. P. 88.

39. Bychkova V.E., Berni R., Rossi G. -L., Ptitsyn O.B. The native molten globule state transition in retinol-binding protein at low pH and its possible role in retinol release to target cells. // XXII FEBS meeting, abstracts.

Sweden. 1993. P. 99.

40. Ptitsyn O.B., Zanotti G., Denesyuk A.I., Bychkova V.E. Possible mechanism of pH-induced release of retinol from retinol-binding protein and its relation to the insertion of proteins into membranes. // Biochemistry of cell membrane. II IUBMB conference, abstracts. Bari, Italy. 1993. P. 147.

41. Bychkova V.E., Fantuzzi, A., Rossi G. -L., Dujsekina A.E., Ptitsyn O.B. Denaturation of retinol-binding protein and release of retinol. // XXIII FEBS meeting, abstracts. Basel, Switzerland. 1995. P. 171.

42. Bychkova V.E., Ptitsyn O.B. The molten globule state under physiological conditions: principles of modeling and first results. // XXIII FEBS meeting, abstracts.

Basel, Switzerland. 1995. P. 171.

43. Bychkova V.E., Ptitsyn O.B. Some genetic diseases are related to folding intermediates // Principles of protein architecture. II Workshop, abstracts. Tokyo. 1995. P. 81.

44. Bychkova V.E., Dujsekina A.E., Klenin S.I., Tiktopulo E.I., Uversky V.N., Ptitsyn O.B. An equilibrium intermediate of cytochrome c under conditions simulating those near negatively charged membrane surfaces. // Principles of protein architecture. II Workshop, abstracts. Tokyo. 1995. P. 80.

45. Bychkova V.E., Ptitsyn O.B. Folding intermediates and genetic diseases. // Advances in gene technology: biomolecular design, form and function. Miami nature biotechnology winter symposium. Abstracts. Ft. Lauderdale, Florida, USA. 1997. P. 23.

46. Ptitsyn O.B., Bychkova V.E., Dujsekina A.E., Rossi G. -L., Fantuzzi A., Uversky V.N., Tiktopulo E.I., Klenin S.I. Modeling of the molten globule state of proteins near membranes. // Advances in gene technology: biomolecular design, form and function. Miami nature biotechnology winter symposium. Abstracts. Ft. Lauderdale, Florida, USA. 1997. P. 32.

47. Bychkova V.E., Dujsekina A.E., Klenin S.I., Tiktopulo E.I., Uversky V.N., Ptitsyn O.B. Molten globule-like state of cytochrome c under conditions which may mimic those occurring near membrane surfaces. // Protein folding, modification and transport in the early secretory pathway. Keystone symposia on molecular and cellular biology. Abstracts. New Mexico, USA. 1997. P. 18.

Показать Свернуть

Содержание

I. ВВЕДЕНИЕ

1.1. Проблема сворачивания белков

1.2. Кинетические и равновесные промежуточные состояния

1.3. Физиологическая роль промежуточных состояний

II.1. РАСПЛАВЛЕННАЯ ГЛОБУЛА in vitro

II.1.1. Открытие нового промежуточного состояния .8 II. 1.2. Компактность а) моделирование компактности б) сравнение размеров глобулярных белков и развернутых цепей

II.1.3., Наличие ядра и оболочки

II. 1.4. Вторичная структура

11.1.5. Фазовые переходыи их физические причины. 34 а) фазовые переходы N MG и MG U в) переходы в сополимерах заряженной и незаряженной аминокислот г) & quot-доменный"- характер плавления в белках и гомополимерах

11.1.6. Расплавленная глобула — не исключение, а правило

II. 2. РАСПЛАВЛЕННАЯ ГЛОБУЛА in vivo

11.2.1. Гипотеза о функциональной роли расплавленной глобулы и ее экспериментальное подтверждение .:.

11.2.2. Денатурирующее действие мембран или почему белки могут быть в состоянии расплавленной глобулы в клетке?

11.2.3. Расплавленная глобула и транспорт неполярных лигандов или моделирование функции белка вблизи мембран

II.3. ПЕРСПЕКТИВЫ

11.3.1. Расплавленная глобула и белок-белковые взаиимодействия

11.3.2. Расплавленная глобула и некоторые генетические заболевания

Список литературы

1. Ануфриева Е. В., Краковяк М. Г., Громова P.A., Лущик

2. B.В., Ананьева Т. Д. и Шевелева Т. В. Особенности структурных переходов в молекулах поли-Ы-алкилметакриламидов вводе при нагревании. // Докл. АН СССР. 1991. Т. 319.1. C. 895−898.

3. Болотина И. А. Определение вторичной структуры белков изспектров кругового дихроизма. V. Вторичная структурабелков в состоянии расплавленной глобулы. // Молекулярная биология. 1987. Т. 21. С. 1625−1635.

4. Болотина И. А. и Лугаускас В. Ю. Определение вторичной структуры белков из спектров кругового дихроизма. IV.

5. Учет вклада ароматических аминокислотных остатков в спектры кругового дихроизма белков в пептидной области. // Молекулярная биология. 1985. Т. 19. С. 1409−1421.

6. Бычкова В. Е. Кандидатская диссертация & quot-Конформационные переходы в сополимерах а-глутаминовой кислоты с гидрофобными аминокислотами& quot-. Москва, Физико-технический институт. 1976.

7. Гильманшин Р. И., Долгих Д. А., Птицын О. Б., Финкельштейн А. В., Шахнович Е. И. Белковые глобулы без уникальнойпространственной структуры: экспериментальные данные для а-лактальбуминов и общая модель. // Биофизика. 1982. Т. 27. С. 1005−1015.

8. Долгих Д. А. -, Абатуров Л. В., Бражников Е. В., Лебедев Ю. О., Чиргадзе Ю. Н. и Птицын О. Б. Кислая форма карбоангидразы В: & quot-расплавленная глобула& quot- с вторичной структурой. // Докл. АН СССР. 1983. Т. 272. С. 1481−1484.

9. Ландау Л. Д. и Лившиц Е. М. Теоретическая физика. Т. 8. М.: Наука. 1982. С. 60.

10. Птицын О. Б. Стадийный механизм самоорганизации белковыхмолекул. // Докл. АН СССР. 1973. Т. 210. С. 1213−1215.

11. Сарвазян А. П., Харакоз Д. П. Дифференциальный интерферометр малого объема для измерения скорости и поглощения ультразвука. // Приборы и техника эксперимента. 1981. Т. 3. С. 203−206.

12. Семисотнов Г. В., Кутышенко В. П. и Птицын О. Б. Внутримолекулярная подвижность белка в состоянии & quot-расплавленной глобулы& quot-. Исследование карбоангидразы В методом 1Н-ЯМР. // Молекулярная биология. 1989. Т. 23. С. 808−815.

13. Скулачев В. П. Энергетика биологических мембран. 1989. М.: Наука. 564с.

14. Харакоз Д. П. Исследование состояния и фазовых переходов белковых молекул и липидных мембран по измерениям объема и сжимаемости растворов. // Диссертация. Доктор физико-математических наук. 1995. ИБФ АН СССР, Пущино. 188С.

15. Цветков В. Н. и Кленин С. И. Диффузия фракций полистирола в дихлорэтане. // Докл. Акад. Наук СССР. 1953. Т. 88. С. 49−52.

16. Цветков В. Н., Эскин В. Е. и Френкель С. Я. Структура макромолекул в растворе. М.: Наука. 1964.

17. Шахнович Е. И. и Финкелыитейн А. В. К теории кооперативных переходов в белковых глобулах. // Докл. АН СССР. 1982. Т. 267. С. 1247−1250.

18. Accili D., Kadowaki Т., Kadowaki Н., Mosthaf L. ,

19. Ullrich and Taylor S.I. Immunoglobulin heavy chain-binding protein binds to misfolded mutant insulinreceptors with mutations in the extracellular domain. // J. Biol. Chem. 1992. Vol. 267. P. 586−590.

20. Alberts В., Bray D., Lewis J., Raff M., Roberts K., Watson J.D. Molecular biology of the cell. Garland Publishing, Inc. New York & London. 1983.

21. Alexandrescu А.Т., Ng Y. -L. and Dobson C.M.

22. Characterization of a trifluoroethanol-induced partially folded state of a-lactalbumin. // J. Mol. Biol. 1994. Vol. 235. P. 587−599.

23. Allan G.F., Leng X.H., Tsai S.Y., Weigel N.L., Edwards D.P., Tsai M.J.O. and Malley B.W. Hormone and antihormone induce distinct conformational changes which are centralto steroid-receptor activation. // J. Biol. Chem. 1992. Vol. 267. P. 19 513−19 520.

24. Allured V.S., Collier R.J., Carroll S.F.M.c. and Kay D.B. Structure of exotoxin A of Pseudomonas aeruginosa at 3. 0-A resolution. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1986. Vol. 83. P. 1320−1324.

25. Amir D. and Haas E. Reduced bovine pancreatic trypsin inhibitor has a compact structure. // Biochemistry. 1988.1. Vol. 27. P. 8889−8893.

26. Anfinsen C.B. Principles that govern the folding ofprotein chains. // Science. 1973. Vol. 181. P. 223−230.

27. Anson M.L. Protein denaturation and the properties of protein groups. // Adv. Protein Chem. 1945. Vol. 2. P. 361−368.

28. Armstrong J. McD., Hopper K.E., McKenzie H.A., Murphy, W.H. On the column chromatography of bovine whey proteins. // Biochim. Biophys. Acta. 1970. Vol. 214. P. 419−426.

29. Armstrong J. McD., McKenzie H.A., Swayer W.H. On the fractionation of (3-lactalbumin and a-lactalbumin. // Biochim. Biophys. Acta. 1967. Vol. 147. P. 60−72.

30. Armstrong J. McD., Myers D.V., Verpoorte J.A., Edsall J.T. Purification and properties of human erythrocyte carbonic anhydrase. // J. Biol. Chem. 1966. Vol. 21. P. 5137−5149.

31. Ashall F. and Goate A.M. Role of the P-amyloid precursor protein in Alzheimer S' disease. // TIBS. 1994. Vol. 19. P. 42−46. •

32. Aswad D.W., and Johnson B.A. The unusual substratespecificity of eukaryotic protein carboxylmethyltransferases. /7 TIBS. 1987. Vol. 12. P. 155−158.

33. Aune K.C., Tanford C. Thermodynamics of the denaturation of lysozyme by guanidine hydrochloride. II. Dependence on denaturant concentration at 25 °C. //

34. Biochemistry. 1969. Vol. 8. P. 4586−4590.

35. Baum J., Dobson C.M., Evans P.A. and Hanley C. Characterization of a partly folded protein by NMR methods: studies on the molten globule state of guinea pig alpha-lactalbumin. // Biochemistry. 1989. Vol. 28. P. 7−13.

36. Bardwell J.C.A. and Beckwith J. The bonds that tie: catalyzed disulfide bond formation. // Cell. 1993. Vol. 74. P. 769−771.

37. Beckman R.P., Mizzen L.A., Welch W.J. Interaction of hsp70 with newly synthesized proteins: implication for protein folding and assembly. // Science. 1990. Vol. 248. P. 850−854.

38. Berne B.J. and Pecora R. Dynamic Light Scattering. N.Y.: Wiley & Sons, 1978.

39. Berni R., Ottonello S., Monaco H.L. Purification of human plasma retinol-binding protein by hydrophobic interaction ¦. chromatography. /./ Anal. Biochem. 1985. Vol. 150. P. 273−277. — ! 1 ¦

40. Bochkareva E.S., Lissin N.M. and Girshovich A.S. Transient association of newly synthesized unfolded proteins with the heat-shock GroEL protein. // Nature. 1988. Vol. 336-. P. 254−257.

41. Bole D.G., Hendershot L.M. and Kearney J.F. Posttranslational association of immunoglobulin heavychain binding-protein with nascent heavy-chains in nonsecreting and secreting hybridomas. // J. Cell Biol. 1986. Vol. 102. P. 1558−1566.

42. Bolliger L., Junne T., Schatz G. and Lithgow T. Acidic receptor domains on both sides of the outer membrane mediate translocation of precursor proteins into yeast mitochondria. // EMBO. J. 1995. Vol. 14. P. 6318−6326.

43. Booth D.R., Sunde M., Bellotti V., Robinson C.V. ,

44. Hutchinson W.L., Fraser P.E., Hawkins P.N., Dobson C.M., Radford S.E., Blake C.C.F. and Pepys M.B. Instability, unfolding and aggregation of human lysozyme variants underlying amyloid fibrillogenesis. // Nature. 1997. Vol. 385. P. 787−793.

45. Brazhnikov E.V., Chirgadze Y.u.N., Dolgikh D.A. and

46. Ptitsyn O.B. Noncooperative temperature melting of a globular protein without specific tertiary structure: acid form of bovine carbonic anhydrase B. // Biopolymers. 1985. Vol. 24. P. 1899−1907.

47. Brew K., Casteli’no F. J, Vanaman T.C. and Hill R.I. Thecomplete amino acid sequence of bovine a-lactalbumin. // J. Biol. Chem. 1970. Vol. 245. P. 4570−4582.

48. Buchner J., Schmidt M., Fuchs M., Jaenicke R., Rudolph R., Schmid F.X. and Keifhaber T. GroE facilitates refolding of citrate synthase by suppressing aggregation. // Biochemistry. 1991. Vol. 30. P. 1586−1591.

49. Burger H.G., Edelhoch H. and Condliffe P.G. The properties of bovine growth hormone. I. Behavior in acid solution. // J. Biol. Chem. 1966. Vol. 241. P. 449−457.

50. Cai K. and Schirch V. Structural studies on folding inter-mediates of serine hydroxymethyl-transferase using single Trp mutants. // J. Biol. Chem. 1996. Vol. 271. P. 2987−2994.

51. Cavard D., Sauve P., Heitz F., Pattus F., Martinez C., Dijkman R., Lazdunski C. Hydrodynamic properties of colicin A. Existence of a high-affinity lipid-bindingsite and oligomerization at acid pH. // Eur. J. Biochem. 1988. Vol. 172. P. 507−512.

52. Chappell T.G., Welch W.J., Schlossman D.M., Palter K.B., Schlesinger M.J. and Rothman J.E. Uncoating ATPase is a member of the 70 kilodalton family of stress proteins. // Cell. 1986. Vol. 45. P. 3−13.

53. Chernoff Y.O., Lindquist S.L., Ono B., Inge-Vechtomov S.G. and Liebman S.W. Role of the chaperone protein hspl04 in propagation of the yeast prion-like factor psi+. // Science. 1995. Vol. 268. P. 880−884.

54. Chiang H.-.L., Terlecky S.R., Plant C.P. and Dice J.F. A role for a 70-kilodalton heat-shock protein inlysosomal degradation of intracellular proteins. // Science. 1989. Vol. 246. P. 382−385.

55. Chirgadze Yu.N., Shestopalov B.V., Venyaminov S. Yu. Intensities and other spectral parameters of infrared amide bands of polypeptides in the (3- and random forms. // Biopolymers. 1973. Vol. 12. P. 1337−1351.

56. Chirgadze Yu.N., Brazhnikov E.V. Intensities and other spectral parameters of infrared amide bands of polypeptides in the a-helical form. // Biopolymers. 1974. Vol. 13. P. 1701−1712.

57. Cho Y., Gorina S., Jeffrey P.D. and Pavletich N. P. Crystal structure of p53 tumor suppressor-DNA complex: understanding tumorigenic mutations. // Science. 1994. Vol. 265. P. 346−355.

58. Choe S., Bennett M.J., Fujii G., Curmi P.M.G., Kantardji-eff K.A., Collier R.J. and Eisenberg D. The crystal structure of diphtheria toxin. // Nature. 1992. Vol. 357. P. 216−222.

59. Chu B. Laser Light Scattering. New-York: Academic Press, 1974.

60. Chyan C. -L., Wormald C., Dobson C.M., Evans P.A. and Baum J. Structure and stability of the molten globule state of guinea-pig a-lactalbumin: a hydrogen exchange study. // Biochemistry. 1993. Vol. 32. P. 5681−5691.

61. Clark A.C., Raso S.W., Sinclair J.F., Ziegler M.M., Chaffotte A.F. and Baldwin T.O. Kinetic mechanism of luciferase subunit folding and assembly. // Biochemistry. 1997. Vol. 36. P. 1891−1899.

62. Cogan U., Kopelman M., Mokady S., Shinitzky M. Binding affinities of retinol and related compounds to retinol-binding proteins. // Eur. J. Biochem. 1976. Vol. 65. P. 71−78.

63. Colman A., Besley J. and. Valle G. Interactions of mouse immunoglobulin chains within Xenopus oocytes. // J. Mol. Biol. 1982. Vol. 160. P. 459−474.

64. Cowan S.W., Newcomer M.E. and Jones T.A. Crystallographic refinement of human serum retinol binding-protein at 2A reso-lution. // Proteins: Struct.

65. Funct. Genet. 1990. Vol. 8. P. 44−61.

66. Craig S., Hollecker M., Creighton T.E. and Pain R.H. Single amino acid mutations block a late step in thefolding of P-lactamase from Staphylococcus aureus. // J. Mol. Biol. 1985. Vol. 185. P. 681−687.

67. De Filippis V., de Laureto P.P., Toniutti N. and Fontana A. Acid-induced molten globule state of a fully active mutant of human interleukin-6. // Biochemistry. 1996. Vol. 35. P. 11 503−11 511.

68. De Jongh H.H.J., Killian J.A. and de Kruijff B. A water-lipid interface induces a highly dynamic folded state in apo-cytochrome c and cytochrome c, which mayrepresent a common folding intermediate. // Biochemistry. 1992. Vol. 31. P. 1636−1643.

69. Dice J.F. Peptide sequences that target cytosolic protein for lysosomal proteolysis. // TIBS. 1990. Vol. 15. P. 305−309.

70. Dolgikh D.A., Kolomiets A.P., Bolotina I. A. and Ptitsyn O.B. «Molten globule» state accumulates in carbonic anhydrase folding. // FEBS Letters. 1984. Vol. 165. P. 88−92. ,. '

71. Dufour E., Bertrand-Harb C. and Haertle. Reversible effects of medium dielectric constant on structuraltransformation of (3-lactoglobulin and its retinol binding. // Biopolymers. 1993. Vol. 33. P. 589−598.

72. Dumont M.E. and Richards F.M. The pH-dependent conformational change of diphtheria toxin. // J. Biol. Chem. 1988. Vol. 263. P. 2087−2097.

73. Eder J., Rheinnecker M. and Fersht A.R. Folding of subtilisin BPN: characterization of a folding intermediate. // Biochemistry 1993. Vol. 32. P. 18−26.

74. Eilers M., Endo T. and Schatz G. Adriamycin, a drug interacting with acidic phospholipids, blocks import of precursor proteins by isolated yeast mitochondria. // J. Biol. Chem. 1989. Vol. 264. P. 2945−2950.

75. Eilers M., Hwang S. and Schatz G. Unfolding and refolding of a purified precursor protein during import into isolated mitochondria. // EMBO J. 1988. Vol. 7. P. 1139−1145.

76. Eilers M. and Schatz G. Binding of a specific ligand inhibits import of a purified precursor protein into mitochondria. // Nature. 1986. Vol. 322. P. 228−232.

77. Eilers M. and Schatz G. Protein unfolding and the energetics of protein translocation across biological membranes. // Cell. 1988. Vol. 52. P. 481−483.

78. Ellias H.G. Macromolecules. Vol. 1. Sctructure and Properties, 2nd ed. N.Y.: L'.: Plenum Press, 1984.

79. Ellis R.J., Van der Vies S.M. Molecular chaperones. // Annu. Rev. Biochem. 1991. Vol. 60. P. 321−347.

80. Endo T., Eilers M. and Schatz G. Binding of a tightly folded artificial mitochondrial precursor protein to the mitochondrial outer-membrane involves a lipid-mediated conformational change. // J. Biol. Chem. 1989. Vol. 264. P. 2951−2956.

81. Endo T. and Schatz G. Latent membrane perturbation activity of a mitochondrial precursor protein is exposed by unfolding. // EMBO J. 1988. Vol. 7. P. 1153−1158.

82. Eisenberg M., Gresalfi T., Riccio T. and McLaughlin S. Absorption of monovalent cations to bilayer membranes containing negative phospholipids. // Biochemistry. 1979. Vol. 18. P. 5213−5223.

83. Farahbakhsh Z.T., Baldwin R.L. and Wisnieski B.J. Effect of low pH on the conformation of Psedomonas exotoxin A. // J. Biol. Chem. 1987. Vol. 262. P. 2256−2261.

84. Faux M.C. and Scott J.D. Molecular glue: kinase anchoring and scaffold proteins. // Cell. 1996. Vol. 85. P. 9−12.

85. Feng Y., Wand A.J. and Sligar S.G. XH and 15NMR resonance assignments and preliminary structural characterization of E. coli apocytochrome b562 // Biochemistry. 1991. Vol., 30. P. 7711−7717.

86. Feng Y., Sligar S.G. and Wand A.J. Solution structure, of apocytochrome b562 // Nature Struct. Biol. 1994. Vol.1. P. 30−35.

87. Fex G. and Johanneson G. Studies of the spontaneous transfer of retinol from the retinol: Retinol-binding protein complex to unilamellar liposomes. // Biochim. Biophys. Acta. 1987. Vol. 901. P. 255−264.

88. Finkelstein A.V. and Ptitsyn O.B. Why do globular proteins fit the limited set of folding patterns? // Progr. Biophys. Mol. Biol. 1987. Vol. 50. P. 171−190.

89. Finkelstein A.V. and Shakhnovich E.I. Theory of cooperative transitions in protein molecules. II. Phase diagram for a protein molecule in solution. // Biopolymers. 1989. Vol. 28. P. 1681−1694.

90. Finley D. and Chau V. Ubiquitination. // Annu. Rev. Cell Biol. 1991. Vol. 7. P. 25−69.

91. Finley D., Bartel B. and Varshavsky A. The tails of ubiquitin precursor are ribosomal proteins whose fusion to ubiquitin facilitates ribosome biogenesis. // Nature. 1989. Vol. 338. P. 394−401.

92. Finley D., Varshavsky A. The ubiquitin system.

93. Functions and mechanisms. // TIBS. 1985. Vol. 10. P. 343−347.

94. Fischer G. and Schmid F.X. The mechanism of protein folding. Implications of in vitro refolding models for de novo protein folding and translocation in the cell. // Biochemistry. 1990. Vol. 29. P. 2205−2212.

95. Fisher W.R., Taniuchi H., Anfinsen C.B. On the role of heme in the formation of the structure of cytochrome c. // J. Biol. Chem. 1973. Vol. 248. P. 3188−3195.

96. Fischer G., Bang H. and Mech C. (GE) detection of enzyme catalysis for cis-trans-isomerization of peptide-bonds using proline-containing peptides as substrates. // Biomed. Biochim. Acta. 1984. Vol. 43. P. 1101−1111.

97. Flynn G.C., Beckers C.J., Baase W.A. and Dahlquist F.W. Individual subunits of bacterial luciferase are molten globules and interact with chaperones. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1993. Vol. 90. P. 10 826−10 830.

98. Freedman R.B. Protein folding in the cell. // In: «Protein Folding». (Creighton T.E., ed.), New York: Freeman W. H., 1992, P. 457−541.

99. Freedman R.B. The formation of protein disulphide bonds. //Curr. Opin. Struct. Biol. 1995, Vol. 5. P. 85−91.

100. Freskgard P. -O., Bergenhem N., Jonsson B.-.H., Svensson M. and Carlsson U. Isomerase and chaperone activity of prolyl isomerase in the folding of carbonic anhydrase. // Science. 1992. Vol. 258. P. 466−468.

101. Gernat Ch., Krober R., Damaschun G., Milller Ch. Automation of an X-ray diffractometer by means of a microcomputer. // Studia biophysica. 1983. Vol. 98. P. 35−40.

102. Glick B., Schatz G. Import of proteins into mitochondria. // Annu. Rev. Genet. 1991. Vol. 25. P. 2144.

103. Goldberg M.E., Semisotnov G.V., Friguet B., Kuwajima K., Ptitsyn O.B. and Sugai S. An early immunoreactive folding intermediate of the tryptophan synthase (32-subunit is a «molten globule». // FEBS Lett. 1990. Vol. 263. P. 51−56.

104. Goldenberg D.P. and King J. Temperature-sensitive mutants blocked in the folding or subunit assembly of the bacteriophage P22 tail spike protein. II. Active mutant proteins matured at 30 °C. // J. Mol. Biol. 1981. Vol. 145. P. 633−651.

105. Gress O.J., Marquis-Omer D., Middaugh C.R. and Sanyal G. Evidence for an equilibrium intermediate in the folding-unfolding pathway of a transforming growth factor-a-pseudomonas exotoxin hybrid protein. // Biochemistry. 1994. Vol. 33. P. 2620−2627.

106. Griko Y.u.V., Privalov P.L., Venyaminov S.Y.u. and

107. Kutyshenko V.P. Thermodynamic study of the apomyoglobin structure. // J. Mol. Biol. 1988. Vol. 202. P. 127−138.

108. Guijarro J.L., Jackson M., Chaffotte A.F., Delepierre M., Mantsch H.H., Goldberg M.E. Protein folding intermediates exchangeable amide protons contain authentic hydrogen-bonded secondary structures. // Biochemistry. 1995. Vol. 34. P. 2998−3008.

109. Guinier A., Fournet G. Small-angle scattering of X-rays. // J. Wiley & Sons, New-York- Chapman & Hall, London, 1955. Handbook of Chemistry and Physics./ Hodgman C.D., Weast R.C., Sebby S.N., eds. Cleveland: Chem. Rubbert. Publ. Co. 1962.

110. Hay R., Bohni P., Gasser S. I^ow mitochondria import proteins. // Biochim. Biophys. Acta. 1984. Vol. 779. P. 65−87.

111. Hendrick J.P. and Hartl F. -U. Molecular chaperone. functions of heat-shock proteins. // Annu. Rev. Biochem. 1993. Vol. 62. P. 349−384.

112. Herold M. and Kirschner K. Reversible dissociation and unfolding of aspartate aminotransferase from Escherichiacoli: Characterization of a monomeric intermediate. // Biochemistry. 1990. Vol. 29. P. 1907−1913.

113. Hershko A. and Ciechanover A. The ubiquitin system for protein-degradation. // Annu. Rev. Biochem. 1992. Vol. 61. P. 761−807.

114. Hershko A. and Ciechanover A. Mechanism of intracellular protein breakdown. // Annu. Rev. Biochem. 1982. Vol. 51. P. 335−364.

115. Hiraoka Y., Segawa T., Kuwajima K., Sugai S., Murai N. cc-lactalbumin: a calcium metalloprotein. // Biochem. Biophys. Res. Comm. 1980. Vol. 95. P. 1098−1104.

116. Holladay L.A., Hammonds R.G. Jr. and Puett D. Growth hormone conformation and conformational equilibria. // Biochemistry. 1974. Vol. 13. P. 1653−1661.

117. Horwich A.L. Resurrection or destruction? Recent studies implicate hspl04/Cpl family chaperones in both protein desaggregation and protein degradation. // Curr. Biol. 1995. Vol. 5. P. 455−458.

118. Hua Q.X., Kochoyan M. and Weiss M.A. Structure and dynamics' of of des-pentapeptide-insulin in solution: the molten-globule hypothesis. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1992. Vol. 89. P. 2379−2383.

119. Hua Q.X., Ladbury J.E. and Weiss M.A. Dynamics of a monomeric insulin analogue: testing the molten-globule hypothesis. // Biochemistry. 1993. Vol. 32. P. 1433−1442.

120. Izumi Y., Miyake Y., Kuwajima K., Sugai S., Inoue K., Iizumi M. and Katano S. Folding-unfolding of alpha-lactalbumin. // Physica. 1982. Vol. 120B. P. 444−448.

121. Jaenicke L. A rapid microinethod for the determination of nitrogen and phosphate in biological material. // Anal. Biochem. 1974. Vol. 61. P. 623−627.

122. Jaenicke R. Protein folding. Local structures, domains, subunits, and assemblies. // Biochemistry. 1991. Vol. 30. P. 3147−3161.

123. James E., Wu P.G. and Brand L. Compact denatured state of a staphylococcal nuclease mutant by guanidinium as determined by resonance energy transfer. // Biochemistry. 1992. Vol. 31. P. 10 217−10 225.

124. Jentsch S., Seufert W., Sommer T. and Reins H. -A. Ubiquitin-conjugating enzymes. Novel regulators of eukaryotic cells. // TIBS. 1990. Vol. 15. P. 195−198.

125. Jiang J.X., Abrams F.S. and London E.I. Folding changes in membrane-inserted Diphtheria toxin that may play important roles in its translocation. // Biochemistry. 1991. Vol. 30. P. 3857−3864.

126. Johnson E.S., Bartel B., Seufert W. and Varshavsky A. Ubiquitin as a degradation signal. // EMBO J. 1992. Vol. 11. P. 497−505.

127. Kharakoz D.P. Volumetric properties of proteins and their analogs in diluted water solutions. 2. Partial adiabatic compressibilities of aminoacids at 15−70°C. // J. Phys. Chem. 1991. Vol. 94. P. 5634−5642.

128. Kim J. and Kim H. Fusion of phospholipid vesiclesinduced by alpha-lactalbumin at acidic pH. // Biochemistry. 1986. Vol. 25. P. 7867−7874.

129. Kim J.G. and Kim H.M. Interaction of a-lactalbumin with phospholipid-vesicles as studied by photoactivated hydrophobic labeling. // Biochim. Biophys. Acta. 1989. Vol. 983. P. 1−8.

130. Klauck T.M., Faux M.C., Labudda K., Langeberg L.K. ,

131. Jaken S. and Scott J.D. Coordinatic|n of three signaling enzymes by AKAP79, a mammalian scaffold protein. // Science. 1996. Vol. 271. P. 1589−1592.

132. Krumbiegel M., Herrmann A. and Blumenthal R. Kinetics of the low pH-induced conformational changes and fusogenic activity influenza haemagglutinin. // Biophys.

133. J. 1994. Vol. 67. P. 2355−2360.

134. Kuwajima K., Nitta K., Yoneyama M. and Sugai S. Three-state denaturation of a-lactalbumin by guanidine hydrochloride. // J. Mol. Biol. 1976. Vol. 106. P. 359−373.

135. Kuwajima K. A folding model of a-lactalbumin deduced from the three-state denaturation mechanism. // J. Mol. Biol. 1977. Vol. 114. P. 241−258.

136. Kuwajima K. The molten globule state as a clue for understanding the folding and cooperativity of globular protein structure. // Proteins: Struct. Funct. Genet. 1989. Vol. 6. P. 87−103.

137. LaMantia> M.L. and Lennarz W.J. The essential function of yeast protein disulfide isomerase does not reside in its isomerase activity. // Cell. 1993. Vol. 74. P. 899−908.

138. Laminet A.A., Ziegelhoffer T., Georgopoulos C. The E. coli heat-shock proteins GroEL and GroES modulate the folding of the 3-lactamase precursor. // EMBO J. 1990. Vol. 9. P. 2315−2319.

139. Le A., Steiber J.L., Ferrell G.A., Shaker J.C. and Sifers ¦R.N. Association between calnexin and a secretion-incompetent variant of human ai-antitrypsin. // J. Biol. Chem. 1994. Vol. 269. P. 7514−7519.

140. Lee J.W. and Kim H. Apomyoglobin forms a micellar complex with phospholipid at low pH. // FEBS Lett. 1988. Vol. 241. P. 181−184.

141. Lee J.C., Timasheff S.N. The calculation of partial specific volumes of proteins in guanidinium hydrochloride. // Arch. Biochem. Biophys. 1974. Vol. 165. P. 268−273.

142. Lehrman M.A., Schneider W.J., Brown M.S., Davis C.G. ,

143. Elhammer A., Russell D.W. and Goldstein J.L. The Lebaneseallele at the low density lipoprotein receptor locus.

144. Nonsense mutation^ produces truncated receptor that isretained in endoplasmic reticulum. // J. Biol., Chem. i1987. Vol. 262. P. 401−410.

145. Levinthal C. Are there pathways for protein folding? // J. Chim. Phys. 1968. Vol. 65. P. 44−45.

146. Li. J.D., Carroll J. and Ellar D.J. Crystal-structure of insecticidal delta-endotoxin from Bacillus Thuringiensis at 2. 5-A resolution. // Nature. 1991. Vol. 353. P. 815−821.

147. Lim VI.A., Farruggio D.C. and Sauer R.T. Structural and energetic consequences of disruptive mutations in a protein core. // Biochemistry. 1992. Vol. 31. P. 4324−4333.

148. Lomas D.A., Evans D.L., Finch J.T. and Carrell R.W. The mechanism of Z oci-antitrypsin accumulation in the liver. // Nature. 1992. Vol. 357. P. 605−607.

149. London E. Diphtheria-toxin-membrane interaction and membrane translocation. // Biochim. Biophys. Acta. 1992. Vol. 1113. P. 25−51.

150. Machamer C.E., Doms R.W., Bole D.G., Helenius A. and Rose J.K. Heavy chain binding protein recognizes incompletele disulfide-bonded forms of vesicular stomatitis virus G protein. // J. Biol. Chem. 1990. Vol. 265. P. 6879−6883.

151. Manning M.C. and Woody R.W. Theoretical study of the contribution of aromatic side chains to the circular dichroism of basic bovine pancreatic trypsyn inhibitor. // Biochemistry. 1989. Vol. 28. P. 8609−8613.

152. Margoliash E., Walasek O.F. Cytochrome c from vertebrate and vertebrate sources. // Methods Enzymol. 1967. Vol. 10. P. 339−348.

153. Martin J., Horwich A.L. and Hartl F.-.U. Prevention of protein denaturation under heat-stress by the chaperonin hsp60. // Science. 1992. Vol. 258. P. 995−998.

154. Martin J., Langer T., Boteva R., Schramel A., Horwich A.L. and Hartl F. -U. Chaperonin-mediated protein folding at the surface of GroEL through a «molten globule"-like intermediate. // Nature. 1991. Vol. 352. P. 36−42.

155. Mayer R.J. Alzheimer’s disease from molecular biology to therapy. // Trends Biotech. 1993. Vol. 11. P. 275−277.

156. Mayo K.H., Barker S., Kuranda M.J., Hunt A., Myers J.A. and Maione T.E. Molten globule monomer to condensed dimer role of disulfide bonds in platelet factor-IV folding subunit association. // Biochemistry. 1992. Vol. 31. P. 12 255−12 265.

157. McCutchen S., Colon W. And Kelly W. Transthyretin mutation Leu55-Pro significantly alters tetramer stability and increases amyloidogenicity. // Biochemistry. 1993. Vol. 32. P. 12 119−12 127.

158. McCutchen S.L., Lai Z., Miroy G., Kelly J.W. and Colon W. Comparison of lethal and non-letal transthyretin variants and their relationship to amyloid disease. // Biochemistry. 1995. Vol. 34. P. 13 527−13 536.

159. Meewes M., Ricka J., de Silva M., Nyffenegger R. and

160. Binkert Th. Coil-globule transition of poly (Nisopropylacrylamid). A study of surfactant effect by light-scattering. ' // Macromolecules. 1991. Vol. 24. P. 5811−5816.

161. Merrill A.R., Cohen F.S. and Cramer W.A. On the nature of the structural change of the colicin-El channel peptide necessary for its translocation competent state. // Biochemistry. 1990. Vol. 29. P. 5829−5836.

162. Milstein S.J., Leipold H., Sarubbi D., Leone-Bay A., Mlynek G.M. and Robinson J.R. Oral bioavailability of partially folded proteins. // 1996. In press.

163. Molinari H., Ragona L., Varani L., Musco G., Consonni R., Zetta L. and Monaco H. Partially folded structure of monomeric bovine p-lactoglobulin. // FEBS Lett. 1996. Vol. 381. P. 237−243.

164. Morozova L., Haynie D.T., Arico-Muendel C., Van Dael H., Dobson C.M. Structural basis of the stability of a lysozyme molten globule. // Nature Struct. Biol. 1995. Vol. 2. P. 871−875.

165. Mtiller J. J., Damaschun G., Damaschun H., Misselwitz R., Zirwer D., Nothnagel A. X-ray scattering evidence that calf thymus DNA in solution is a double helix and not a warped zipper. // Biomed. Biochim. Acta. 1984. Vol. 43. P. 929−936.

166. Nakagawa S.H. and Tager H.S. Importance of main-chain flexibility and the insulin fold in insulin-receptor interactions. // Biochemistry. 1993. Vol. 32. P. 7237−72 443.

167. Narhi L.O., Philo J.S., Li T., Zhang M., Samal B. and Arakawa T. Induction of oc-helix an the p-sheet protein tumor necrosis factor: acid-induced denaturation. // Biochemistry. 1996. Vol. 35. P. 11 454−11 460.

168. Nozaka M., Kuwajima K., Nitta K., Sugai S. Detection and characterization of intermediate on folding pathway of human a-lactalbumin. // Biochemistry. 1978. Vol. 17. P. 3753−3758.

169. Nozaki Y. The preparation of guanidine hydrochloride. // Methods Enzymol. 1972. Vol. 26. P. 43−50.

170. Oberg K., Shrunyk B.A., Wetzel R. And Fink A. L. Native-like secondary structure in interleukin-pinclusion bodies by attenuated total reflectance FTIR. // Biochemistry. 1994. Vol. 33. P. 2628−2634.

171. Ohgushi M. and Wada A. «Molten globule state»: a compact form of globular proteins with mobile side-chains. // FEBS Lett. 1983. Vol. 164. P. 21−24.

172. Oliveberg M. and Fersht A. Formation of elctrostatic interactions on the protein-folding pathway. // Biochemistry. 1996. Vol. 35. P. 2726−2737.

173. Oliveberg M. and Fersht A. Thermodynamics of transient conformations in the folding pathway of barnase: reorganization of the folding intermediate at low pH. // Biochemistry. 1996. Vol. 35. P. 2738−2749.

174. Palleros D.R., Reid K.L., McCarty J.S., Walker G.C. and Fink A.L. DnaK, hsp73 and their molten globules. //

175. J. Biol. Chem. 1992. Vol. 267. P. 5279−5285.

176. Parker M.W., Tucker A.D., Tsernoglou D., Pattus F. Insights into membrane insertion based on studies of colicins. // Trends Biochem Sci. 1990. Vol. 15. P. 126−129.

177. Pepys M.B., Hawkins P.N., Booth D.R., Vigushin D.M., Tennent G.A., Soutar A.K., Totty N., Nguyen 0., Blake C.C.F., et al. Human lysozyme gene mutations cause hereditary systemic amyloidosis. // Nature. 1993. Vol. 362. P. 553−557.

178. Phillips N.I., Jennes R. Isolation and properties of human a-lactalbumin. // Biochim. Biophys. Acta. 1971. Vol. 229. P. 407−410.

179. Plancenault T., Navon A., Schulze A. and Goldberg M. Transient nonnative interactions in early folding intermediates do not influence the folding kinetics of E. coli tryptophan synthase (32-subunits. // Biochemistry. 1996. Vol. 240. P. 615−621.

180. Plomp P.J.A.M., Wolvetan E.J., Groen A.K., Metjer A.J., Gorgon P.B., Seglen P.O. Energy-dependence of autophagic protein degradation in isolated rathepatocytes. // Eur. J. Biochem. 1987. Vol. 164. P. 197−203.

181. Privalov P.L. Thermodynamic investigations of biological macromolecules. // Pure Appl. Chem. 1976. Vol. 47. P. 293−304.

182. Privalov P.L. Stability of proteins. Small globular proteins. // Adv. Protein Chem. 1979. Vol. 33. P. 167−241.

183. Privalov P.L. Stability of proteins. Proteins which do not present a single cooperative system. // Adv. Protein Chem. 1982. Vol. 35. P. 1−104.

184. Privalov P.L. Physical basis of the folded conformations of proteins. // Protein Folding. Creighton T.E., ed.- W.H. Freeman & Co.: New York, 1992. P. 83−126.

185. Privalov P.L., Plotnikov V.V. 3 generations of scanning microcalorimeters for liquids. // Thermodyn. Acta. 1989. Vol. 139. P. 257−277.

186. Privalov P.L., Plotnikov V.V., Filimonov V.V.

187. Precision scanning calorimeter for the study of liquids. // J. Chem. Thermodyn. 1975. Vol. 7. P. 41−47.

188. Prusiner S.B. The protein diseases. // Scientific American. 1995. Vol. 1. P. 48−57.

189. Ptitsyn O.B. Protein folding: hypothesis and experiments. // J. Protein Chem. 1987. Vol. 6. P. 273−293.

190. Ptitsyn O.B. The molten globule state. // In Protein Folding. Creighton, T.E., ed., W.H. Freeman: New York. 1992. P. 245−300.

191. Ptitsyn O.B. Molten globule and protein folding. // Adv. Protein Chem. 1995. Vol. 47. P. 83−229.

192. Ptitsyn O.B. and Finkelstein A.V. Similarities of protein topologies: evolutionary divergence, functional convergence or principles of folding? // Quart. Rev. Biophys. 1980. Vol. 13. P. 339−386.

193. Ptitsyn O.B. and Finkelstein A.V. Self-organization of proteins and the problem of their three-dimensional structure prediction. // In: Protein Folding (ed. R. Jaenicke), Elsevier /North Holland Biomed. Press,

194. Amsterdam-New-York. 1980. P. 101−115.

195. Ptitsyn O.B., Pain R.H., Semisotnov G.V., Zerovnik E. and Razgulyaev O.I. Evidence for a molten globule state as a general intermediate in protein folding. // FEBS Lett. 1990. Vol. 262. P. 20−24.

196. Ptitsyn O.B. and Semisotnov G.V. The mechanism of protein folding. // In «Conformations and Forces in Protein Folding» (Nail, B.T., Dill, K.A., eds.) AAAS Press: Washington, D.C. 1991. P'. 155−168.

197. Ptitsyn O.B. and Uversky V.N. The molten globule is a third thermodynamical state of protein molecules. //FEBS Lett. 1994. Vol. 341. P. 15−18.

198. Randall L.L. and Hardy S.J.S. Correlation of competence for export with lack of tertiary structure of the mature species. A study in vivo of maltose-binding protein is E. coli. // Cell. 1986. Vol. 46″ P. 921−928.

199. Rechsteiner M. Ubiquitin-mediated pathways for intracellular proteolysis. // Annu. Rev. Cell Biol. 1987. Vol. 3. P. 1−30.

200. Rechsteiner M. Introduction. In: «Ubiquitin», (Rechsteiner M., ed), Plenusm Press, N.Y. L., 1988. P. 1−4.

201. Rechsteiner M., Rogers S., Rote K. Protein-structure and intracellular stability. // TIBS. 1987. Vol. 12. P. 390−394.

202. Redfield C., Smith R.A.G. and Dobson C.M. A partially unfolded state of a four helix bundle: interleucin-4 at low pH. // Nature Struct. Biol. 1994. Vol. 1. P. 23−29.

203. Redman K.L. and Rechsteiner M. Identification of the long ubiquitin extension as ribosomal protein S27a. // Nature. 1989. Vol. 338. 438−442.

204. Richardson J.S. The anatomy and taxonomy of protein structure. // Adv. Protein Chem. 1981. Vol. 34. P. 267−339. 257Richardson J.S. Beta-sheet topology and relatedness of proteins. // Nature. 1977. Vol. 268. P. 495−500.

205. Riek R., Hornemann S., Wider S., Billeter M., Glockshuber R. and Wiithrich K. NMR structure of the mouse prion protein domain PrP (121−231). // Nature. 1996. Vol. 382. P. 180−182.

206. Robinson C.V., Gross M., Eyles S.J., Ewbank J. J., Mayhew M., Hartl F. -U., Dobson C.M., Radford S.E.

207. Conformation of GroEL-bound alpha-lactalbumin probed by mass spectrometry. // Nature. 1995. Vol. 372. P. 646−651.

208. Robson B. and Pain R.H. Conformation of biological molecules and polymers. // In: «The, Jerusalem Symposium on Quantitative Chemistry and Biochemistry», (Bergmann E.D. and Pullman B., eds.), Academic Press, 1973. Vol. 5. P. 161−172.

209. Roder H., Elove G.A. and Englander S.W. Structural characterization of folding intermediates in cytochrome c by H-exchange labelling and proton NMR. // Nature. 1988. Vol. 335. P. 700−704.

210. Safar J., Roller P.P., Gajdusek D.C., Gibbs C.J., Jr. Scarpie amyloid prion protein has the conformational characteristics of an aggregated molten globule folding intermediate. // Biochemistry. 1994. Vol. 33. P. 8375−8383.

211. Sears D.W. and Beychok S. Circular dichroism. // In: «Physical principles and techniques of protein chemistry», part C, (Leach S.J., ed.), Acad. Press, New-York Loldon, 1973. P. 445−593.

212. Schmid F.X. Prolyl isomerase: enzymatic catalysis of slow protein folding reactions. // Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct. 1992. Vol. 22. P. 123−143.

213. Schmid F.X. The mechanism of protein folding. // Curr. Opin. Struc. Biol. 1992. Vol. 2. P. 21−25.

214. Schmid F.X., Mayr L.M., Miicke M. and Schonbrunner E.R. Prolyl isomerases: role in protein folding. // Adv. Protein Chem. 1993. Vol. 44. P. 25−66.

215. Semisotnov G.V., Anufrieva E.V., Zikherman K. Kh., Kasatkin S.B., Ptitsyn O.B. Polarized luminescence and mobility of tryptophan residues in polypeptide chains. // Biopolymers. 1981. Vol. 20. P. 2287−2309.

216. Semisotnov G.V., Rodionova N.A., Kutyshenko V.P., Ebert B., Blank J. and Ptitsyn O.B. Sequential mechanism of refolding of carbonic anhydrase B. // FEBS Lett. 1987. Vol. 224. P. 9−13.

217. Semisotnov G.V., Rodionova N.A., Razgulyaev O.I., Uversky V.N., Gripas A.F. and Gilmanshin R.I. Study of the «molten globule» intermediate state in protein folding by a hydrophobic fluorescent probe. // Biopolymers. 1991. Vol. 31. P. 119−128.

218. Serdyuk I.N., Grenader A.K. Joint use of light, X-ray and neutron scattering for investigation of RNA and protein mutual distribution within 50S subparticle of E. coli ribosomes. // FEBS Lett. 1975. Vol. 59. P. 133−136.

219. Sherman M.Y. a, nd Goldberg A.L. Involvement of the chaperonin DnaK in the rapid degradation of a mutantprotein in E. coli. // EMBO J. 1992. Vol. 11. P. 71−77.

220. Shiraki K., Nishikawa K and Goto Y. Trifluoroethanol-induced stabilization of the a-helical structure of plactoglobulin: implication for non-hierarchical protein folding. // J. Mol. Biol. 1995. Vol. 245. P. 180−194.

221. Shortle D. and Meeker A.K. Residual structure in large fragment of staphylococcal nuclease: effects of amino acid substitutions. // Biochemistry. 1989. Vol. 28. P. 936−944.

222. Sifer R.N. Defective protein folding as a cause of disease. // Nature Struct. Biol. 1995. Vol. 2. P. 355−357.

223. Smith D.F., Stensgard B.A., Welch W.J. and Toft D.O. Assembly of progesterone-receptor with heat-shock proteins and receptor activation are ATP mediated events. // J. Biol. Chem. 1992. Vol. 267. P. 1350−1356.

224. Smith D.H. and King J. Temperature-sensitive mutants blocked in the folding or subunit assembly of the bacteriophage P22 tail spike protein. III. Intact polypeptide chains synthesized at 39 °C. // J. Mol. Biol. 1981. Vol. 145. P. 653−676.

225. Stadtman E.R. Oxidation of proteins by mixed-functionioxidation system: implication in protein turnover, ageing and neutrophil function. // Trends Biochem. Sci. 19 86. Vol. 11. P. 11−12.

226. Stadtman E.R. and Oliver C.N. Metal-catalyzed oxidation of proteins. Physiological consequences. // J. Biol. Chem. 1991. Vol. 266. P. 2005−2008.

227. Stegmann T., White J.M., Helenius A. Intermediates in influenza induced membrane fusion. // EMBO J. 1990. Vol. 9. P. 4231−4241.

228. Sturzbecher H. -W., Chumakov P., Welch W.J. and Jenkins J.R. Mutant p53 proteins bind hsp72/73 cellular heat shock-related proteins in SV40-transformed monkey cells. // Oncogene. 1987. Vol. 1. P. 201−211.

229. Tai P. -K. K., Albers M.W., Chang H., Faber L.E. and Schreiber S.L. Association of a 59-kilodalton immunophilin with the glucocorticoid receptor complex. // Science. 1992. Vol. 256. P. 1315−1318.

230. Tanford C. Protein denaturation. // Adv. Protein Chem. 1968. Vol. 23. P. 121−282.

231. Thomas P.J. ', Qu B. -H. and Pederse’n P.L. Defective protein folding as a basis of human disease. // TIBS. 1995. Vol. 20. P. 456−459.

232. Tsurudome M., Gluck R., Graf R., Falchetto R., Schaller U. and Brunner J. Lipid interactions of the hemagglutinin HA2 NH2-terminal segment during influenza virus-induced membrane-fusion. // J. Biol. Chem. 1992. Vol. 267. P. 20 225−20 232.

233. Uversky V.N. and Ptitsyn O.B. «Partly folded» state, a new equilibrium state of protein molecules: four-state guanidinium chloride-induced unfolding of (3-lactamase at low temperature. //Biochemistry. 1994. Vol. 33. P. 2782−2791.

234. Uversky V.N., Semisotnov G.V., Pain R.H. and Ptitsyn O.B. «All-or-none» mechanism of the molten globule unfolding. // FEBS Lett. 1992. Vol. 314. P. 89−92.

235. Van der Goot F.G., Gonzales-Manas J.M., Lakey J.H. and Pattus F. A molten-globule membrane-insertion intermediate of the pore-forming domain of colicin-A. // Nature. 1991. Vol. 354. P. 408−410.

236. Van der Goot F.G., Lakey J.H. and Pattus F. The molten globule intermediate for protein insertion or translocation through membranes. // Trends Cell Biol. 1992. Vol. 2. P. 343−348.

237. Van der Vies S.M., Viitanen P.V., Gatenby A.A., Lorimer G.H. and Jaenicke R. Conformational states of ribulosebisphosphate carboxylase and their interaction with chaperonin 60. // Biochemistry. 1992. Vol. 31. P. 3635−3644.

238. Varshavsky A. The N-rule. // Cell 1992. Vol. 69. P. 725−735.

239. Varshavsky A., Bachmair A., Finley D., Gonda D. Wunning I. The N-end rule of selective protein turnover: mechanistic aspects and functional implications. // In: «Ubiquitin», (Rechsteiner M., ed.), Plenum Press, New York, 1988. P. 287−324.

240. Vecsey-Semj en В., Moellby R. And Van der Goot F.G. Partial C-terminal unfolding is required for channel formation by Staphilococcal a-toxin. // J. Biol. Chem. 1996. Vol. 271. P. 8655−8660.

241. Verner K. and Schatz.G. Proteien translocation across membranes. // Science.' 1988. Vol. 241. P. 1307−1313.

242. Vestweber D. and Schatz G. Point mutations destabilizing a precursor protein enhance its posttranslational import into mitochondria. // EMBO J. 1988. Vol. 7. P. 1147−1151.

243. Vestweber — D. and Schatz G. A chimeric mitochondrial precu-rsor protein with internal disulfide bridges blocks import of authentic precursors into mitochondria and allows quantitation of import sites. // J. Cell Biol. 1988. Vol. 107. P. 2037−2043.

244. Viitanen P.V., Gatenby A.A. and Lorimer G.H. Purified chaperonin 60 (GroEL) interacts with the nonnative states of a multitude of Escherichia-coli proteins. // Protein

245. Sci. 1992. Vol. 1. P. 363−369.

246. Wagner I., Arlt H., van Dyck L., Langer T. and Neupert W. Molecular chaperones cooperate with PIM1 protease in the degradation of misfolded proteins in mitochondria. // EMBO J. 1994. Vol. 13. P. 5135−5145.

247. Waxman L., Fagan J.M. and Goldberg A.L. Demonstration of 2 distinct high molecular-weight proteases in rabbit reticulocytes, one of which degrades ubiquitin conjugates. // J. Biol. Chem. 1987. Vol. 262. P. 2451−2457.

248. Weiner L., Kreimer D., Roth E. and Silman I. Oxidative stress transforms acetylcholinesterase to a molten-globule-like state. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1994. Vol. 198. P. 915−922.

249. Weiss J.B., Ray P.H. and Bassford P.J. Jr. Purified SecB protein of Escherichia coli retards folding andpromotes membrane translocation of the maltose-binding protein in vitro. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1988. Vol. 85. P. 8978−8982.

250. Weissman J. S. and Kim P. S. Efficient catalysis of disulphide bond rearrangements by protein disulphide isomerase. // Nature. 1993. Vol. 365. P. 185−188.

251. Wetlaufer D.B. Osmometry and general characterization of a-lactoglobulin. // C.R. Trav. Lab. Carlsberg. 1961.1. Vol. 32. P. 125−138.

252. Wilkinson K.D. and Mayer A.N. Alcohol-induced conformational changes of ubiquitin. // Arch. Biochem. Biophys. 1986. Vol. 250. P. 390−399.

253. Wong K. -P., Hamlin L.M. Acid denaturation of bovine carbonic anhydrase B. // Biochemistry. 1974. Vol. 13. P. 2678−2683.

254. Wong K.-.P. and Tanford C. Denaturation of bovine carbonic anhydrase B by guanidine hydrochloride. A process involving separatable sequential transitions. // J. Biol. Chem. 1973. Vol. 248. P. 8518−8523.

255. Wuthrich K. NMR in Biological Research: Peptides and Proteins. // Amsterdam, 1976. P. 95−118.

256. Yu M. -H., Lee K.N. and Kim J. The Z type variation of human al-antitrypsin causes a protein folding defect. // Nature Struct. Biol. 1995. Vol. 2. P. 363−367.

257. Zahn R., Spitzfaden C., Ottiger M., PI ckthun A., W thrich K. Destabilization of the complete protein secondary structure on binding to the chaperone GroEL. // Nature. 1994. Vol. 368. P. 261−265.

258. Zanotti G., Ottonello S., Berni R. and Monaco H.L. Crystal structure of the trigonal form of human plasma retinol-binding protein at 2.5 A resolution. // J. Mol. Biol. 1993. Vol. 230. P. 613−624.

259. Zhao J. -M. and London E. Conformation and model membrane interactions of Diphtheria toxin fragment A. //

260. J. Biol. -them. 1988. Vol. 263. P. 15 369−15 377.

261. Zhang P. and Peng Z.Y. Defective folding of mutant P16 proteins encoded by tumor-derived alleles. // J. Biol. Chem. 1996. Vol. 271. P. 28 734−28 742.

262. Zimm B.H., Rice S.A. The coil-helix transition in charged macromolecules. // Mol. Phys. 1960. Vol. 3. P. 391−407.

263. Dujsekina A.E., Bychkova V.E., Uversky V.N., Ptitsyn O.B. Behaviour of apo-cytochrome c in water-organic mixtures at moderately low pH. // Biochemistry. 1997., submitted.

264. Настоящая работа была стимулирована профессором О. Б. Птицыным и проводилась в руководимой им лаборатории физики белка в Институте белка РАН.

265. Автор выражает О. Б. Птицыну свою глубокую признательность и сердечную благодарность за постоянное внимание, поддержку и интерес к работе, за стимулирующие и плодотворные обсуждения, за создание творческой и благожелательной атмосферы в лаборатории.

266. Также выражаю свою благодарность нашим коллегам из Института молекулярной биологии РАН Л. В. Абатурову и Ю. О. Лебедеву и В. П. Кутышенко и Д. П. Харакозу из Института биологической физики за возможность использовать их методы для решения соответствующих задач.

267. Автор благодарен А. В. Финкельштейну и Е. И. Шахновичу за полезные дискуссии и всем сотрудникам лаборатории физики белка за доброе отношение и помощь в работе.

Заполнить форму текущей работой