Распределение гормонов и их взаимодействие в растительном организме при разных уровнях минерального питания

Тип работы:
Диссертация
Предмет:
Биологические науки
Страниц:
125


Узнать стоимость

Детальная информация о работе

Выдержка из работы

Актуальность. Гормоны играют важную роль в адаптации растений к условиям обитания. Их регуляторная функция осуществляется благодаря изменению концентрации гормонов и их распределению между органами растений под влиянием внешних воздействий (Wilkinson et al., 2012). Способность гормонов влиять на рост растений и обеспечивать их защиту от последствий& quot- неблагоприятных-воздействий- - определяет приспособление-растений к изменению внешней среды (Araus et al., 2008). При этом важен не один какой-то гормон, а взаимодействие многих компонентов гормональной системы (Kuppusamy et al., 2008- Shakirova et al., 2010- Wilkinson et al., 2012). В то же время, для углубления наших знаний о механизме регуляции адаптивных реакций растений необходимо вычленить главное звено в цепи взаимодействующих гормональных интермедиатов. В недавно опубликованных обзорах высказывается предположение о том, что роль & laquo-первой скрипки& raquo- в гормональном & laquo-концерте»- выполняет гормон этилен (Vandenbussche, Van Der Straeten, 2007- Pierik et al., 2007- Jackson, 2008). Показана его решающая роль в реакции растений на действии озона (Wlikinson, Davies, 2010), ультрафиолета (Ракитин и др., 2008) и затопления (Jackson, 1985). Вместе с тем, участию этилена в реакции на такие важные воздействия как дефицит воды и ионов уделялось меньше внимания. Лишь в последнее время появились работы, посвященные вовлеченности этилена в ростовой реакции на дефицит фосфора (Borch et al., 1999- Ma et al., 2003). В отдельных работах показано, что осуществление рострегулирующей функции этилена может зависеть от его способности влиять на концентрацию ауксинов (Ernest, Valdovinos, 1971- Stepanova et al., 2005) и абсцизовой кислоты (Ghassemian et al., 2000- Pierik et al., 2007- Jackson, 2008). Предполагается, что некоторые из функций цитокининов могут быть связаны со способностью этих гормонов стимулировать продукцию этилена (Сагу, 1995- Arteca, Arteca, 2008). При этом обратному влиянию этилена на уровень и распределение цитокининов уделялось крайне мало внимания. Дефицит знаний в этой области является серьезным упущением, поскольку именно от цитокининов зависит такая важная адаптивная реакция растений как регуляция соотношения массы побега и корня (Werner et al., 2010). Показано, что цитокинины могут играть противоположную роль в регуляции роста побегов и корней, стимулируя рост первых и подавляя — вторых. Важность рострегулирующей функции цитокининов определяет необходимость изучения механизмов, контролирующих распределения этих гормонов между побегом и корнем. Необходимо отметить, что в этой области дефицит знаний ощущается наиболее остро. Хотя синтезу и распаду цитокининов уделяется много внимания, изучение их транспорта сводится к констатации изменений концентрации цитокининов в ксилемном соке (Davies et al., 2005- Kudoyarova et al., 2007- Alvarez et al., 2008).

Цель данной работы состояла в выявлении эндогенных и экзогенных факторов, определяющих уровень и распределение гормонов и адаптивное значение их взаимодействия в нормальных и стрессовых условиях (при дефиците минерального питания). Достижение данной цели было связано с решением следующих задач:

1. Сравнительное изучение роста корней в длину и содержания ИУК в корнях нечувствительного к этилену etrl-1 мутанта арабидопсиса и его исходного генотипа (col) при разных уровнях минерального питания:

2. Изучение роли АБК в торможении накопления массы побега при дефиците минерального питания и влияния чувствительности к этилену на накопление АБК и рост побегов и корней растений арабидопсиса.

3. Оценка активности цитокининоксидазы, уровня цитокининов, чувствительности к цитокининам ростовых процессов и соотношения массы побега и корня у нечувствительного к этилену etrl-1 мутанта арабидопсиса и его исходного генотипа (col).

4. Выявление закономерностей распределения цитокининов между побегом и корнем растений пшеницы при введении в прикорневую зону производных зеатина, характеризующихся разной гидрофильностыо.

5. Изучение влияния скорости транспирационного потока на распределение цитокининов между побегом и корнем растений пшеницы.

Научная новизна. Впервые показано, что потеря чувствительности к этилену снижает способность растений поддерживать накопление биомассы на фоне оптимального уровня элементов минерального питания, что может быть связано с повышенным уровнем АБК в побегах и чрезмерным накоплением ауксинов, АБК и цитокининов в корнях нечувствительного к этилену мутанта арабидопсиса {ей-1−1). Показано, что стимуляция удлинения корней у нечувствительного к этилену мутанта происходит на фоне накопления ИУК, что свидетельствует против гипотезы о том, что торможение удлинения корней под влиянием этилена связано с накоплением в них ауксинов. Выявлено накопление цитокининов в корнях растений пшеницы, обработанных цитокининами, которое сильнее проявлялось при обработке зеатином по сравнению с его рибозидом. Показана зависимость поступления цитокининов в растения и их оттока в побег от скорости транспирационного потока в случае обработки рибозидом зеатина и отсутствие этой зависимости при введении в среду зеатина.

Научно-практическая значимость работы. Информация о влиянии этилена на содержание цитокининов, АБК и ауксинов расширяет представления о механизме множественной гормональной регуляции ростового ответа растений на внешние воздействия. Данные о зависимости распределения цитокининов между побегом и корнем от присутствия остатка рибозида в молекуле цитокининов, а также от скорости транспирации открывают новые пути в регуляции транспорта цитокининов в зависимости от условий выращивания растений. Результаты, полученные при выполнении диссертационной работы, могут быть использованы для поиска путей оптимизации роста растений в неблагоприятных условиях их произрастания.

Апробация работы. Основные положения работы были представлены на У1-й междунар. научн. конф. & laquo-Факторы экспериментальной эволюции организмов& raquo- (Алушта, 2010), 15-ой Междунар. Пущинской школеконференции молодых ученых & laquo-Биология- наука XXI века& raquo- в виде устного доклада (Пущино, 2011), VII Съезде общества физиологов растений России и Межд. конф. & quot-Физиология растений — фундаментальная основа экологии и инновационных биотехнологий& quot- (Нижний Новгород, 2011), Всеросс. науч. конф. с международным участием & laquo-Экобиотех-2011»- (Уфа, 2011).

Поддержка исследования. Работа была выполнена при финансовой поддержке грантов РФФИ 09−04−942-а & laquo-Гормональная регуляция соотношения массы побега и корня как важного адаптивного признака растений& raquo- и 08−04−591а & laquo-Особенности транспорта и метаболизма экзогенных и эндогенных цитокининов в норме и при стрессе& raquo-.

Благодарности. Автор выражает искреннюю благодарность и признательность научному руководителю к.б.н., с.н.с. Коробовой A.B., за неоценимую помощь в выполнении диссертационной работы заведующей лабораторией д.б.н., проф. Кудояровой Г. Р., за помощь в проведении лабораторных исследований м.н.с. Анохину H. JI. и обсуждении результатов д.б.н., с.н.с. Высоцкую Л. Б., а также всем коллегам и соавторам публикаций.

Выводы.

1. Корни нечувствительного к этилену etrl-1 мутанта арабидопсиса были длиннее, чем у исходного генотипа col и содержали больше ИУК, что свидетельствует против гипотезы о роли ауксинов в торможении удлинения корней под влиянием этилена.

2. Дефицит элементов минерального питания вызывал снижение уровня ауксинов в корнях растений, что способствовало ускорению их удлинения не зависимо от их чувствительности к этилену.

3. Потеря чувствительности к этилену приводила к накоплению АБК в побегах растений, что указывает на роль этилена в ограничении накопления АБК. Торможение роста побегов у нечувствительного к этилену мутанта может объясняться повышенным содержанием в них АБК.

4. Обнаружено накопление цитокининов у нечувствительного к этилену мутанта и его способность реагировать на экзогенные цитокинины снижением скорости накопления массы корней. Эти результаты позволяют считать накопление цитокининов у мутанта причиной характерного для него относительного подавления накопления массы корней, чему может также способствовать чрезмерное накопление в корнях ИУК и АБК.

5. Оценка уровня цитокининов в побегах и корнях растений пшеницы при введении в питательный раствор экзогенных цитокининов показала их накопление в корнях, более выраженное в случае обработки растений свободным зеатином по сравнению с его рибозидом.

6. Снижение транспирации резко подавляло накопление цитокининов в корнях и их отток в побеги растений пшеницы, обработанных рибозидом зеатина, в то время как уровень и распределение цитокининов у растений, обработанных зеатином, не зависели от транспирации.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Изменение соотношения массы побега и корня — важная адаптивная реакция растений. Так, относительная активация роста корней повышает их способность обеспечивать растение водой и элементами минерального питания. Известна роль гормонов в регуляции роста побега и корней. При этом регуляторную функцию осуществляет не один гормон, а несколько гормонов, взаимодействующих друг с другом. Предполагается, что газообразный гормон растений этилен может координировать функции других гормонов.

Для выявления роли этилена в адаптивных реакциях растений мы сравнили реакцию на изменение уровня минерального питания у растений арабидопсиса и их нечувствительного к этилену мутанта. Вопреки расхожему мнению о том, что этилен является ингибитором, потеря чувствительности к этилену приводило к замедлению роста растений. Это наиболее ярко проявлялось в отсутствие дефицита макроэлементов. Таким образом, мы впервые показали, что этилен необходим для реализации ростового потенциала растений в оптимальных условиях минерального питания. Оказалось также, что потеря чувствительности к этилену сопровождается резким накоплением АБК и цитокининов в растениях и ауксинов — в корнях растений. Эти результаты указывают на роль этилена в обеспечении сбалансированности гормонов и их распределения между побегом и корнем. Результаты, сходные с нашими, были получены при изучении реакции растений на затопление. При этом накопление этилена приводило к снижению уровня АБК и тем самым активировало удлинение побега.

Особенно интересны данные по влиянию этилена на массу корней и содержание цитокининов. Хорошо известно, что этилен тормозит удлинение корней, но его влияние на массу корней оставалось неизвестным. Мы впервые показали, этилен необходим для накопления биомассы корней, и что это достигается за счет снижения под его влиянием уровня цитокининов.

Известно, что цитокинины стимулируют рост побега, но могут тормозить рост корней. Поэтому распределение цитокининов между побегом и корнем важно для регуляции их роста. Тем не менее, регуляции транспорта цитокининов уделялось мало внимания. Поэтому мы изучили распределение между побегом и корнем цитокининов при обработке растений пшеницы экзогенным зеатином и его рибозидом. Мы также исследовали зависимость распределения цитокининов от вклада апопластного и симпластного пути. Известно, что при снижении скорости транспирации вклад апопластного пути уменьшается. В наших опытах мы подавляли транспирацию, насыщая воздух парами воды. Оказалось, что падение скорости транспирации мало влияет на накопление зеатина в растениях, но резко снижает поглощение рибозида зеатина корнями и полностью блокирует их отток из корней в побеги. Эти результаты указывают на роль апопластного пути в транспорте рибозида зеатина и симпластного — для свободного зеатина. Они также свидетельствуют о том, что взаимопревращение метаболитов цитокининов является одним из механизмов регуляции их распределения между побегом и корнем.

ПоказатьСвернуть

Содержание

СПИСОК ИСПОЛЬЗУЕМЫХ СОКРАЩЕНИЙ.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. Рост растений, его адаптивное значение и регуляция.

1.2. Гормоны и их участие в адаптивных реакциях растений.

1.2.1. Цитокинины.

1.2.2. Ауксины.

1.2.3. Абсцизовая кислота.

1.2.4. Этилен.

1.2.5. Взаимодействие гормонов.

2. ОБЪЕКТЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ.

2.1. Объекты, условия выращивания растений и проведения экспериментов.

2.1.1. Объекты исследований.

2.1.2. Условия выращивания растений арабидопсиса.

2.1.3. Условия выращивания растений пшеницы.

2.1.4. Проведение экспериментов по выявлению роли гормонов в регуляции роста растений арабидопсиса при дефиците минерального питания.

2.1.5. Проведение экспериментов, связанных с изучением влияния синтетического цитокинина 6-бензиламинопурина на рост растений арабидопсиса.

2.1.6. Проведение экспериментов, связанных с изучением распределения, транспорта и метаболизма экзогенных цитокининов у растений с высоким уровнем транспирации.

2.1.7. Проведение экспериментов, связанных с изучением распределения, транспорта и метаболизма экзогенных цитокининов у растений с низким уровнем транспирации.

2.2. Методы исследований.

2.2.1. Измерение ростовых характеристик.

2.2.2. Измерение скорости транспирации.

2.2.3. Выделение, очистка и концентрирование гормонов.

2.2.4. Твердофазный иммуноферментный анализ (ИФА).

2.2.5. Определение активности цитокининоксидазы.

2.2.5.1. Выделение белка.

2.2.5.2. Определение содержания белка.

2.2.5.3. Определение активности цитокининоксидазы.

2.2.6. Иммуногистохимическое определение локализации цитокининов.

2.2.6.1. Получение срезов.

2.2.6.2. Иммуногистохимическое окрашивание срезов.

2.2.7. Статистическая обработка данных.

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ.

3.1. Роль взаимодействия этилена с АБК, ИУК и цитокининами в регуляции роста растений при дефиците питания и в нормальных условиях.

3.1.1. Рост растений арабидопсисов (ЛгаЫб/орткаНапа Ь.) в условиях дефицита минерального питания.

3.1.2. Участие АБК, ИУК и этилена в регуляции ростового ответа растений арабидопсиса на дефицит питания.

3.1.3. Роль взаимодействия этилена и цитокининов в регуляции роста растений.

3.2. Зависимость распределения цитокининов в растениях от их физико-химических свойств и скорости транспирации.

3.2.1. Влияние введения в питательный раствор зеатина или его рибозида на поглощение и накопление цитокининов в корнях и побегах активно транспирирующих растений пшеницы.

3.2.2. Влияние введения в питательный раствор зеатина или его рибозида на метаболизм цитокининов в побегах и корнях растений пшеницы.

3.2.3. Влияние введения в питательный раствор зеатина или его рибозида на поглощение и накопление цитокининов в побегах и корнях низко транспирирующих растений пшеницы.

3.2.4. Накопление цитокининов в клетках корней растений, обработанных экзогенными цитокининами.

Список литературы

1. Архипова Т. Н., Веселов С. Ю., Кудоярова Г. Р. Влияние цитокииинпродуцирующих микроорганизмов на рост растений салата при различном уровне их водообеспеченности // Агрохимия. 2003. — Т. 5. — С. 36−41.

2. Ахиярова Г. Р., Фрике В., Веселов Д. С., Кудоярова Г. Р., Веселов С. Ю. Накопление и распределение АБК в тканях листа и устьичная проводимость при водном стрессе, индуцированном засолением // Цитология. 2006. — Т. 48. -С. 918−923.

3. Ахиярова Г. Р., Архипова Т. Н. Накопление экзогенного зеатина в клетках корней растений пшеницы и его значение в регуляции транспорта цитокининов // Цитология. 2010. — Т. 52. — № 12. — С. 1024−1030.

4. Беккер Г., Бергер В., Домшке Т. Органикум. М.: Мир, 1979. 250 с.

5. Веселов С. Ю., Вальке Р., Ван Онкелен X., Кудоярова Г. Р. Содержание и локализация цитокининов в листьях исходных и трансгенных растений табака // Физиол. раст. 1999. — Т. 46. — № 1. — С. 229−239.

6. Веселов С. Ю., Симонян М. В. Использование иммуноферментного анализа цитокининов для оценки активности цитокининоксидазы // Физиология растений. 2004. — Т. 51. — № 2. — С. 297−302.

7. Высоцкая Л. Б., Авальбаев А. М., Юлдашев Р. А., Шакирова Ф. М., Веселов С. Ю., Кудоярова Г. Р. Регуляция активности цитокининоксидазы как фактора, определяющего содержание цитокининов // Физиология растений. -2010. -Т. 57. № 4. — С. 530−537.

8. Жолкевич В. Н., Пустовойтова Т. Н. Рост листьев Cucumis sativus L. и содержание фитогормонов при почвенной засухе // Физиология растений. -1993. -Т. 40. -№ 4. -С. 676−680.

9. Кефели В. И., Коф Э. М., Власов П. В., Кислин Е. Н. Природный ингибитор роста абсцизовая кислота. М.: Наука, 1989. — 484 с.

10. Киселева И. С., Каминская O.A. Гормональная регуляция утилизации ассимилятов в листьях ячменя в связи с формированием донорной функции // Физиол. раст.- 2002 Т. 49, № 4, — С. 596−602.

11. Кислин Е. Н., Богданов В. А., Щелоков О. Н. и др. Абсцизовая кислота и индолилуксусная кислоты в культуре корней гороха. Газохроматографический хромато-масспектрометрический анализ // Физиология растений. 1983. — Т. 30. — С. 187−194.

12. Ковалева Л. В., Тимофеева Г. В., Захарова Е. В., Воронков А. С., Ракитин В. Ю. Синтез этилена в тканях рыльца петунии контролирует рост пыльцевых трубок в прогамной фазе оплодотворения // Физиология растений. -2011. Т. 58. — С. 338−344.

13. Кудоярова Г. Р., Докичева P.A., Веселов С. Ю., Трапезников В. К., Иванов И. И. Влияние минерального питания на БАП-индуцированный ростовой ответ и содержание эндогенных фитогормонов у растений пшеницы // Физиология растений. -1993. Т. 40. — С. 892−896.

14. Кулаева О. Ы. Влияние корней на обмен веществ листьев в связи с проблемой действия на лист кинетина // Физиология растений. 1962. — Т.9. -№ 2. — С. 229−239.

15. Кулаева О. И. К вопросу о влиянии корневой системы на обмен веществ листа // Тез. докл. конференции & laquo-Корневое питание в обмене веществ и продуктивность растений& raquo- М. :Изд-во АН СССР., 1961. С. 89.

16. Кулаева О. Н., Хохлова В. А., Фофанова Т. А. Цитокинины и абсцизовая кислота в регуляции роста и процессов внутриклеточной дифференцировки // Гормональная регуляция онтогенеза растений / Под ред. Чайлахяна М. Х. М.: Наука, 1984. С. 71−86.

17. Кулаева О. Н. Цитокинины, их структура и функции. М.: Наука, 1973. 264 с.

18. Медведев С. С. Физиологические основы полярности растений. СПб.: & quot-Кольна"-, 1996.- 159 с.

19. Медведев С. С. Физиология растений. С-Пб.: Изд-во С. -Петербургского университета, 2004. 336 с.

20. Мишке И. В. Микробные фитогормоны в растениеводстве. Рига.: Зинатне, 1988. 151 с.

21. Площинская М. Е., Иванов В. Б., Салмин С. А., Быстрова Е. И. Анализ возможных механизмов регуляции ветвления корня // Журнал общей биологии. 2002. — № 63. — С. 68−74.

22. Рахманкулова 3. Ф., Рамазанова Г. А., Усманов И. Ю. Рост и дыхание растений разных адаптивных групп при дефиците элементов минерального питания // Физиология растений. 2001. — Т. 48. — № 1. — С. 75−80.

23. Романов Г. А. Как цитокинины действуют на клетку // Физиология растений. 2009. — Т. 56. — № 2. — С. 295−319.

24. Таланова В. В., Акимова Т. В., Титов А. Ф. Динамика содержания АБК в листьях и корнях проростков огурцов и их теплоустойчивости под влиянием общего и локального перегрева // Физиология растений. 2003 -Т. 50. — № 1, — С. 100−104.

25. Фархутдинов Р. Г., Веселова С. В., Веселов Д. С., Митриченко А. Н., Дедов А. В., Кудоярова Г. Р. Регуляция скорости роста листьев пшеницы при быстром повышении температуры // Физиология растений. 2003. — Т. 50. -№ 2. — С. 275−279.

26. Черкозьянова А. В., Высоцкая JI. Б., Веселов С. Ю., Кудоярова Г. Р. Гормональная регуляция соотношения побег/корень не связана с водным обменом при дефиците минерального питания у растений пшеницы // Физиология растений. 2005. — Т. 52. — № 5. — С. 708−711.

27. Шакирова Ф. М., Аллагулова Ч. Р., Безрукова М. В., Гималов Ф. Р. Индукция экспрессии гена дегидрина TADHN и накопление абсцизовой кислоты в растениях пшеницы при гипотермии // Доклады РАН. 2005. — Т. 400, № 4. — С. 550−552.

28. Шарова Е. И. Клеточная стенка растений. С-Перебрург: Изд-во С-Петербургского универститета, 2004. 153 с.

29. Штратникова В. Ю., Кулаева О. Н. Цитокинин зависимая экспрессия ^Л/?5: :СС/5'-конструкции в ходе роста трансгенных растений Arabidopsis thaliana // Физиология растений. — 2008. — Т. 55. — С. 842−850.

30. Abeles F. В., Morgan Р. W., Saltveit M. E. Ethylene in plant biology. San Diego, CA, USA: Academic Press, 1992. 1−398 p.

31. Achard P., Cheng, H., De Grauwe, L., Decat, J., Schoutteten, H., Moritz, T., Van Der Straeten, D., Peng, J., Harberd N. P. Integration of plant responses to environmentally activated phytohormonal signals // Science. 2006. — V. 331. — P. 91−94.

32. Aharoni N. Relationship between leaf water status and endogenous ethylene in detached leaves //Plant Physiol. 1978. — V. 61. — P. 658−662.

33. Aloni R., Langhans M., Aloni E., Dreieicher E., Ullrich C. I. Root-synthesized cytokinin in Arabidopsis is distributed in the shoot by the transpiration stream //Journal of Experimental Botany. 2005. — V. 56. — P. 1535−1544.

34. Aloni R. The induction of vascular tissues by auxin // In: Plant Hormones. /Eds. Davies P. J., Dordrecht, Kluwer Academic Publishers, 2004. P. 471−492.

35. Alvarez S., Marsh E. L., Schroeder S. G., Schachtman D. P. Metabolomic and proteomic changes in the xylem sap of maize under drought // Plant, Cell and Environment. 2008. — V. 31. — P. 325−340.

36. Araus J.L., Slafer G.A., Royo C., Serret M.D. Breeding for yield potential and stress adaptation in cereals // Critical Reviews in Plant Science. 2008. — V. 27. -P. 377−412.

37. Argueso C. T., Ferreira F. J., Kieber J. J. Environmental perception avenues: the interaction of cytokinin and environmental response pathways // Plant Cell Environ. 2009. — V. 32. — P. 1147−1160.

38. Arkhipova T. N, Prinsen E, Veselov S. U, Martinenko E. V, Melentiev A. I, Kudoyarova G. R. Cytokinin producing bacteria enhance plant growth in drying soil//Plant and Soil. -2007. V. 292. — P. 305−315.

39. Arshad M, Frankenberger W. Microbial production of plant hormones // Plant and Soil. 1991. — V. 133. — P. 1−8.

40. Arteca R. N, Arteca J. M. Effects of brassinosteroid, auxin, and cytokinin on ethylene production in Arabidopsis thaliana plants // Journal of Experimental Botany. 2008 — V. 59. — № 11. — P. 3019−3026.

41. Astot C, Dolezal K, Nordstrom A, Wang Q, Kunkel T, Moritz T, Chua N. -H, Sandberg G. An alternative cytokinin biosynthesis pathway // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -2000. -V. 97. P. 14 778−14 783.

42. Auer C. A. Discoveries and dilemmas concerning cytokinin metabolism // J. Plant Growth Regul. 2002. — V. 21. — P. 24−31.

43. Bacon M. A. The biochemical control of leaf expansion during drought // Plant Growth Regulation. 1999. — V. 29. — P. 101 -112.

44. Bajguz A, Piotrowska A. Conjugates of auxin and cytokinin // Phytochemistry. 2009. -V. 70. — P. 957−969.

45. Beaudoin N, Serizet C, Gosti F, Giraudat J. Interactions between abscisic acid and ethylene signaling cascades // Plant Cell. 2000. — V. 12. — P. 1103−1115.

46. Benkova E, Michniewicz M, Sauer, M, Teichmann T, Seifertova D, Jiirgens G, Friml J. Local, efflux-dependent auxin gradients as a common module for plant organ formation//Cell. 2003. -V. 115. -P. 591−602.

47. Benschop J.J., Jackson M.B., Guhl K., Vreeburg R.A.M., Croker S.J., Peeters A.J.M., et aL Contrasting interactions between ethylene and abscisic acid in Rumex species differing in submergence tolerance // The Plant Journal. 2005. -V. 44. -P. 756−768.

48. Bilyeu K. D., Cole J. L., Laskey J. G., Riekhof W. R., Esparza T. J., Kramer M. D., Morris R. O. Molecular and biochemical characterization of a cytokinin oxidase from maize // Plant Physiology. 2001. — V. 125. — P. 376−386.

49. Blackwell J. R, Horgan R. Cytokinin biosynthesis by extracts of Zea mays II Phytochemistry. 1994. — V. 35. — P. 339−42.

50. Bleecker A. B., Estelle M. A., Somerville C., Kende H. Insensitivity to ethylene conferred by a dominant mutation in Arabidopsis thaliana II Science. -1988,-V. 241. -P. 1086−1089.

51. Blilou I., Xu J., Wildwater M., Willemsen V., Paponov I., Friml J., Heidstra R., Aida M., Palme K., Scheres B. The PIN auxin efflux facilitator network controls growth and patterning in Arabidopsis roots // Nature. 2005. — V. 433. -P. 39−44.

52. Borch K., Bouma T. J, Lynch J. P, Brown K. M. Ethylene: a regulator of root architectural responses to soil phosphorus availability // Plant Cell Environ. -1999. -Y. 22 P. 425−431.

53. Brownlee B. G., Hall R. H., Whitty C. D. 3-Methyl-2-butenal: an enzymatic degradation product of the cytokinin N6-(D2-isopentenyl)adenine // Can. J.

54. Biochem.- 1975. -V. 53. -P. 37−41. t

55. Campanella J. J., Larko D., Smalley J. A molecular phylogenomic analysis of the ILR1-like family of IAA-amidohydrolase genes // Comparative and Functional Genomics. 2003. — V. 4. — P. 584−600.

56. Carabelli M., Possenti M., Sessa G., Ciolfi A., Sassi M., Morelli G., Ruberti I. Canopy shade causes a rapid and transient arrest in leaf development through auxin-induced cytokinin oxidase activity // Genes Dev. 2007. — V. 2. — P. 1863- 1868.

57. Cary A. J., Liu W., Howell S. H. Cytokinin action is coupled to ethylene in its effects on the inhibition of root and hypocotyl elongation in Arabidopsis thaliana seedlings//Plant Physiol. 1995. — V. 107 — P. 1075−1082.

58. Casimiro L, Marchant A., Bhalerao R.P., Beeckman T., Dhooge S., Swarup R., Graham N., Inze D., Sandberg G., Casero P. J., Bennett M. Auxin transport promotes Arabidopsis lateral root initiation // The Plant Cell. 2001. — V. 13. -P. 843−852.

59. Cedzich A., Stransky H., Schulz B., Frommer W. B. Characterization of cytokinin and adenine transport in Arabidopsis cell cultures // Plant Physiol.- 2008. -V. 148. -P. 1857−1867.

60. Chapin F. S. Ill, Walter C. H. S., Clarkson D. T. Growthresponse of barley and tomato to nitrogen stress and its control by abscisic acid, water relations and photosynthesis // Planta. 1988. — V. 173. — P. 352−366.

61. Chaumont F., Moshelion M., Daniels M. J. Regulation of plant aquaporin activity // Biol. Cell. 2005. — V. 97. — P. 749−764.

62. Chen C. -W., Yang Y. -W., Lur II. -S., Tsai Y. -G., Chang M. -C. A novel function of abscisic acid in regulation of rice (Oryza sativa L.) root growth and development // Plant Cell Physiol. 2006. — V. 47. — P. 1−13

63. Chen G., Shi Q., Lips S. H., Sagi M. Comparison of growth of flacca and wild-type tomato grown under conditions diminishing their differences in stomatal control // Plant Sci. 2003. — V. 164. — P. 753−757.

64. Chen Y. -F., Etheridge N., Schaller G.E. Ethylene signal transduction. //Ann. Bot. 2005. — V. 95. — P. 901−915.

65. Cholodny N. Uber das keimungs hormon von gramineen // Planta. 1935. -V. 23. — P. 289−312.

66. Cosgrove D. J. Wall structure and wall loosening. A look backwards and forwards // Plant Physiol. 2001. — V. 125. — P. 131−134.

67. D’Agostino I. B, Kieber J. J. Phosphorelay signal transduction: the emerging family of plant response regulators // Trends in Biochemical Sciences. 1999. -V. 24. — P. 452−456.

68. Davies W. J., Kudoyarova G., Hartung W. Long-distance ABA signaling and its relation to other signaling pathways in the detection of soil drying and the mediation of the plant’s response to drought // J. Plant Growth Regul. 2005. — V. 24. -P. 285−295.

69. Dello loio R., Linhares F. S., Scacchi E., Casamitjana-Martinez E., Heidstra R., Costantino P., Sabatini S. Cytokinins determine Arabidopsis root-meristem size by controlling cell differentiation // Curr. Biol. 2007. — V. 17. — P. 678−682.

70. De Smet I., Signora L., Beeckman T., Inze D., Foyer C. H., Zhang H. An abscisic acid-sensitive checkpoint in lateral root development of Arabidopsis II Plant J. 2003. — V. 33. — P. 543−555.

71. De Vos D., Dzhurakhalov A., Draelants D., Bogaerts I., Kalve Sh., Prinsen E., Vissenberg K., Vanroose W., Broeckhove J., Beemster G.T.S. Towards mechanistic models of plant organ growth // J. Exp. Bot. 2012. — V. 63. — № 9. -P. 3325−3337.

72. Dodd I. C., Davies W. J. The relationship between leaf growth and ABA accumulation in the grass leaf elongation zone // Plant, Cell and Environment. -1996. -V. 19. -P. 1047−1056.

73. Dodd I. C. Root-to-shoot signalling: assessing the roles of’up' in the up and down world of long-distance signalling in planta // Plant and Soil. 2005. — V. 274. -P. 251−270.

74. Dodd I., Munns R., Passioura J. Dose shoot water status limit leaf expansion of nitrogen deprived barley // J. Exp. Bot. 2002. — V. 53. — P. 1765−70.

75. Engvild K. C. Pollen irradiation and possible gene transfer in Nicotiniana species//Theor. Appl. Genet. 1985. — V. 69. — P. 457−461.

76. Ernest L. C., Valdovinos J. G. Regulation of auxin levels in Coleus blumei by ethylene // Plant Physiol. 1971. — V. 48 — P. 402−406.

77. Evans M. L., Ishikawa H., Estelle M. A. Responses of Arabidopsis roots to auxin studied with high temporal resolution: Comparison of wild type and auxin-response mutants // Planta. 1994. — V. 194. — P. 215−222.

78. Evans M.L. Functions of hormones at the cellular level of organization // In: Encyclopedia of Plant Physiology, New Series/ed. T.K. Scott. Berlin: SpringerVerlag. — 1984. — V. 10. — P. 23−79.

79. Faiss M., ZalubiTova' J., Strnad M., SchmiillingT. Conditional transgenic expression of the ipt gene indicates a function for cytokinins in paracrine signaling in whole tobacco plants // Plant J. 1997. -V. 12. — P. 401−415.

80. Forde B. G. Local and long-range signaling pathways regulating plant responses to nitrate // Annual Review of Plant Biology. 2002. — V. 53. — P. 203−224.

81. Frebort 1., Kowalska M., Hluska T., Frebortova J., Galuszka P. Evolution of cytokinin biosynthesis and degradation // Journal of Experimental Botany. 2011. -V. 62. -P. 2431−2452.

82. Frensch J. Primary response of root and leaf elongation to water deficits in the atmosphere and soil solution // J. Exp. Bot. 1997. — V. 48. — P. 985−999.

83. Frensch J., Steudle E. Axial and radial hydraulic resistance to roots of maize (Zea mays L.) // Plant Physiol. 1989. -V. 91.- P. 719−726.

84. Fricke W., Akhiyarova G., Veselov D., Kudoyarova G. Rapid and tissue-specific changes in ABA and in growth rate in response to salinity in barley leaves. // Journal of Experimental Botany. 2004. — V. 55. — P. 1115−1123.

85. Friml J. Auxin transport shaping the plant // Curr. Opin. Plant Biol. — 2003. — V. 6. -P. 7−12.

86. Friml J., Benkova E., Blilou I., Wisniewska J., Hamann T., Ljung K., Woody S., Sandberg G., Scheres B., Jurgens G., Palme K. AtPIN4 mediates sink-driven auxin gradients and root patterning in Arabidopsis II Cell. 2002. — V. 108. -P. 661−673.

87. Galuszka P., Frebort I., Sebela M., Sauer P., Jacobsen S., Pec" P. Cytokinin oxidase or dehydrogenase? Mechanism of the cytokinin degradation in plants // Eur. J. Biochem. 2001. — V. 268 — P. 450−461. V

88. Ghassemian M., Nambara E., Cutler S., Kawaide H., Kamiya Y., McCourt P. Regulation of abscisic acid signaling by the ethylene response pathway in Arabidopsis II Plant Cell. 2000. — V. 12. — № 7. — P. l 117−1126.

89. Glover B. J., Torney K., Wilkins C. G., Hanke D. E. Cytokinin independent — 1 regulates levels of different forms of cytokinin in Arabidopsis and mediates response to nutrient stress // J. Plant Physiol. 2008 — V. 165. — P. 251−261.

90. Gordon S. P., Chickarmane V. S., Ohno C., Meyerowitz E. M. Multiple feedback loops through cytokinin signaling control stem cell number within the Arabidopsis shoot meristem // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.- 2009. V. 106. -P. 16 529−16 534.

91. Green T. H., Mitchell R. J., Gjerstad D. H. Effects of nitrogen on the response of loblolly pine to drought // New Phytologist. 1994. — V. 128. — P. 145 152.

92. Grieneisen V. A., Xu J., Maree A. F. M., Hogeweg P., Scheres B. Auxin transport is sufficient to generate a maximum and gradient guiding root growth // Nature. 2007. — V. 449. — P. 1008−1013.

93. Guilfoyle T. J. Auxin-regulated genes and promoters // In Biochemistry and Molecular Biology of Plant Hormones. /Eds. P.J.J. Hooykaas, M. A. Hall, K. R. Libbenga, Leiden, The Netherlands: Elsevier, 1999. P. 42359.

94. Guo Y, Jangi S, Welte M. A. Organelle-specific control of intracellular transport: distinctly targeted isoforms of the regulator // Klar. Mol. Biol. Cell. -2005. -V. 16. P. 1406−1416.

95. Hager A., Menzel H, Krauss A. Versuche Rheological properties of expansion zones of leaves. // Planta. 1971 — V. 100. — P. 47−75.

96. Hager A. Role of the plasma membrane Hl-ATPase in auxin-induced elongation growth: historical and new aspects // J. Plant Res. 2003. — V. 116. -P. 483−505.

97. Hare P. D, Van Staden J. Cytokinin oxidase: biochemical features and physiological significance//Physiol Plant. 1994. -V. 91P. 128−136.

98. Hartung W, Sauter A, Hose E. Abscisic acid in the xylem: where does it come from, where does it go to? // Journal of Experimental Botany. 2002. — V. 53. — P. 27−33.

99. He C-J, Morgan P. W, Drew M. C. Enhanced sensitivity to ethylene in nitrogen- or phosphate-starved roots of Zea mays L. during aerenchyma formation //Plant Physiol. 1992. -V. 98. — P. 137−142.

100. He C-J, Morgan P. W, Drew M. C. Transduction of an ethylene signal is required for cell death and lysis in the root cortex of maize during aerenchyma formation induced by hypoxia // Plant Physiol. 1996. — V. 112. — P. 463−472.

101. Heilmann B, Hartung W, Gimmler H. The distribution of abscisic acid between chloroplasts and cytoplasm of leaf cells and the permeability of the chloroplast envelope for abscisic acid // Z Pflanzenphysiol. 1980. — V. 97. -P. 67−78.

102. Hemerly A. S, Ferreira P, Almeida Engler J. D, Van Montagu M, Engler G, Inze D. cdcla expression in Arabidopsis is linked with competence for cell division. //Plant Cell. 1993. -V. 5. — P. 1711−1723.

103. Hermans C, Hammond J. P, White P. J, Verbruggen N. How do plants respond to nutrient shortage by biomass allocation? //Trends Plant Sci. 2006. -V. 11 — P. 610−617.

104. Hirano K., Ueguchi-Tanaka M., Matsuoka M. GID1-mediated gibberellin signaling in plants // Trends in Plant Science. 2008. -V. 13. — P. 192−199.

105. Hirose N., Makita N., KojimaM., Kamada-Nobusada T., SakakibaraH. Overexpression of a type-a response regulator alters rice morphology and cytokinin metabolism // Plant and Cell Physiology. 2007. -V. 48. — P. 523−539.

106. Hirose N., Takei K., Kuroha T., Kamada-Nobusada T., Hayashi H., Sakakibara H. Regulation of cytokinin biosynthesis, compartmentalization and translocation // J. Exp. Bot. 2008. — V. 59. — P. 75−83.

107. Hodge A. The plastic plant: root responses to heterogeneous supplies of nutrients // New Phytologist. 2004. — V. 162. — P. 9−24.

108. Horgan R. Present and future prospects for cytokinin research // In: Physiology and Biochemistry of cytokinis in plants. /Eds. Kaminek M., Mok D.W.S., Zazimalova E. The Hague: Academic Publ., 1992. P. 3−13.

109. Hsu Y. T, Kao C.H. Role of abscisic acid in cadmium tolerance of rice (Otyza sativa L.) seedlings // Plant, Cell and Environment. 2003. — V. 26. — P. 867−874.

110. Jackson M. Are plant hormones involved in root to shoot communication? // Adv. Bot. Res. 1993,-V. 19. — P. 103−187.

111. Jackson M. B. Ethylene and responses of plants to soil waterlogging and submergence//Annual Review of Plant Physiology. 1985. -V. 36 — P. 145−174.

112. Jackson M. B. Ethylene-promoted elongation: an adaptation to submergence stress //Annals of Botany. 2008 — V. 101. — P. 229−248.

113. Jackson M. B. Long-distant signalling from roots to shoots assessed: the flooding story // J. Exp. Bot. 2002. — V. 53. — P. 175−81.

114. Jammes F., Song C., Shin D. MAP kinases MPK9 and MPKI2 are preferentially expressed in guard cells and positively regulate i?0,S-inediated ABA signaling // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2009. -V. 106. — P. 20 520−20 525.

115. Janicka-Russak M., Klobus G. Modification of plasma membrane and vacuolar FT-ATPases in response to NaCL and ABA // Journal of Plant Physiology. 2007. — V. 164. — P. 295−302.

116. Jia W., Zhang J. Comparison of exportation and metabolism of xylem -delivered ABA in maize leaves at different water status and xylem sap pH // Plant Growth Regulation.- 1997. V. 21. — P. 4319.

117. Jiang F, Hartung W. Long-distance signalling of abscisic acid (ABA): the factors regulating the intensity of the ABA signal // Journal of Experimental Botany. 2008. — V. 59. — P. 37−43.

118. Jones H. G. Stomatal control of photosynthesis and transpiration // Journal of Experimental Botany. 1998. -V. 49. -P. 387−398.

119. Jones R. J., Schreiber B. M. N. Role and function of cytokinin oxidase in plants // Plant Growth Regul. 1997. — V. 23. — P. 123−134.

120. Jones R. J., Setter T. L. Hormonal regulation of early kernel development // In: Physiology and Modeling Kernel Set in Maize. Special Publication 29. /Eds. M. Westgate, K. Boote. Crop Science Society of America, Madison, W.I., 2000. -P. 25−42.

121. Jouanneau J. P. Protein synthesis requirement for the cytokinin effect upon tobacco cell division. // Exp. Cell Res. 1975. -V. 91. — P. 184−190.

122. Jouanneau J. P. Protein turnover and specific effects of kinetin on cultured tobacco cells // Physiol. Plant. 1970. — V. 23. — P. 232−244.

123. Jung J. Y, Ryoung S., Schachtman D. P. Ethylene mediates response and tolerance to potassium deprivation in Arabidopsis II The Plant Cell. 2009. — V. 21. -P. 607−621.

124. Kamboj J. S, Blake P. S, Baker D. A. Cytokinins in the vascular saps of Ricinus communis II Plant Growth Regul. 1998. — V. 25. — P. 123−126.

125. Kang B. G., Yocum C. S., Burg S. P., Ray P. M. Ethylene and carbon dioxide: mediation of hypocotyl hook-opening response // Science. 1967. — V. 156. -P. 958−959.

126. Kende H. Preservation of chlorophyll in leaf sections by substances obtained from xylem sap // Science. 1964. -V. 145. — P. 1066−1067.

127. Kim S.Y., Mulkey T.J. Effect of ethylene antagonists on auxin-induced inhibition of intact primary root elongation in maize (Zea mays L.) // J. Plant Biol. 1997. -V. 40. -P. 256−260.

128. Kudoyarova G. R, Vysotskaya L. B, Cherkozyanova A., Dodd I. C. Effect of partial rootzone drying on the concentration of zeatintype cytokinins in tomato (iSolarium lycopersicum L.) xylem sap and leaves I I J. of Exp. Bot. 2007. — V. 58. -P. 161−168.

129. Kuiper D., Schuit J., Kuiper P. J. C. Effects of internal and external cytokinin concentrations on root growth and shoot to root ratio of Plantago major ssp. pleiosperma at different nutrient conditions // Plant and Soil. 1988. — V. 111. -P. 231−236.

130. Kuppusamy K. T., Walcher C. L., Nemhauser J. L. Cross-regulatory mechanisms in hormone signaling // Plant Mol. Biol. 2008. — V. 69. — P. 375−381.

131. Kurakawa T., Ueda N., Maekawa M., Kobayashi K., Kojima M., Nagato Y., Sakakibara H., Kyozuka J. Direct control of shoot meristem activity by a cytokinin-activating enzyme // Nature. 2007. — V. 445. — P. 652−655.

132. Kuroha T., Kato H., Asami T., Yoshida S., Kamada H., Satoh S. A tranz-zeatin riboside in root xylem sap negatively regulates adventitious root formation on cucumber hypocotyls // Journal of Experimental Botany. 2002. — V. 53. -P. 2193−2200.

133. Ma Z., Baskin T. I., Brown K. M., Lynch J. P. Regulation of root elongation under phosphorus stress involves changes in ethylene responsiveness // Plant Physiology. -2003. -V. 131 P. 1381−1390.

134. Macho A. P., Boutrot F., Rathjen J. P., Zipfel C. ASPARTATE OXIDASE plays an important role in Arabidopsis stomatal immunity. // Plant Physiology. -2012. -V. 159. -P. 1845−1856.

135. Makela P., Munns R., Colmer T. D, Peltonen-Sainio P. Growth of tomato and an ABA-deficient mutant (sitiens) under salinity // Physiol Plant. 2003. — V. 117. — P.5 8−63.

136. Mansfield T. A., Hetherington A. M., Atkinson C. J. Some current aspects of stomatal physiology // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 1990. — V. 41. -P. 55−75.

137. Martin R. C, Mok M. C, Mok D.W.S. Isolation of a cytokinin gene, encoding zeatin O-glucosyltransferase from Phaseolus lunatus II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1999. — V. 96. — P. 284−289.

138. Maurel C, Verdoucq L, Luu D. T, Santoni V. Plant aquaporins: membrane channels with multiple integrated functions // Annual Review of Plant Biology. -2008. V. 59. — P. 595−624.

139. McQueen-Mason S. Expansins and cell wall expansion // J. Exp. Bot. 1995 -V. 46. -P. 1639−1650.

140. Mi G, Chen F, Zhang F. Multiple signaling pathways control nitrogen-mediated root elongation in maize // Plant Signaling & Behavior. 2008. — V. 3. -P. 1030−1032.

141. Milborrow B, Lee H-S. Endogenous biosynthetic precursors of (+) -abscisic acid. VI. Carotinoids and ABA are formed by the non mevalonate triose — pyruvat pathway in chloroplasts // Aust. J. of Plant Physiol. — 1998. — V. 25. -P. 507−512.

142. Miyawaki K, Matsumoto-Kitano M, Kakimoto K. Expression of cytokinin biosynthetic isopentenyltransferase genes inArabidopsis: tissue specifcity and regulation by auxin, cytokinin, and nitrate. // Plant J. 2004. — V. 37. -P. 128−138.

143. Mok D. W, Mok M. C. Cytokinin metabolism and action //Annu Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 2001. — V. 52. — P. 89−118.

144. Mok M. C., Martin R. C., Mok D.W.S. Cytokinins: biosynthesis, metabolism and perception // In Vitro Cell Dev Biol Plant. — 2000. -V. 36. — P. 102−107.

145. Morgan P. W., He C. J., De Greef J. A., De Proft M. P. Does water deficit stress promote ethylene synthesis by intact plants? // Plant Physiology. 1990. — V. 94. -P. 1616−1624.

146. Nacry P., Canivenc G., Muller B., Azmi A., Onckelen H. V., Rossignol M., Doumas P. A role for auxin redistribution in the response of the root system architecture to phosphate starvation in Arabidopsis II Plant Physiol. 2005. — V. 138. — P. 2061−2074.

147. Narayana T., Lalonde S., Saini H.S. Water-stress-induced ethylene production in wheat: A fact or artifact? // Plant Physiol. 1991, — V. 96. — P. 406−410.

148. Negi S., Sukumar P., Liu X., Cohen J. D., Muday G. K. Genetic dissection of the role of ethylene in regulating auxin-dependent lateral and adventitious root formation in tomato // Plant J. 2010. — V. 61. — P. 3−15.

149. Neill S., Barros R., Bright J., Desikan R., Hancock J., Harrison J., Morris P., Ribeiro D., Wilson I. Nitric oxide, stomatal closure, and abiotic stress // J. Exp. Bot. 2008. — V. 59. — P. 165−176.

150. Novikova G. V., Moshkov I. E., Smith A. R., Hall M. A. The effect of ethylene on MAP kinase-like activity in Arabidopsis thaliana // FEBS Letters. -2000. T. 474. — C. 29−32.

151. O’Donnell P. J., Calvert C. M., Atzorn R., Wasternack C., Leyser H. M. O., Bowles D. J. Ethylene as a signal mediating the wound response of tomato plants // Science. 1996. — V. 274. — P. 1914−1917.

152. Okamoto I., Isogai Y., Koizumi T. Isolation of indole-3-acetic acid, phenylacetic acid and several plant growth inhibitors from etiolated seedlings of Phaseolus // Chem. Pharm. Bull. 1967. — V. 15. — P. 159−163.

153. Ottenschlager I., Wolff P., Wolverton C., Bhalerao R. P., Sandberg G., Ishikawa H., Evans M., Palme K. Gravity-regulated differential auxin transport from columella to lateral root cap cells // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2003. — V. 100. -P. 2987−2991.

154. Paciorek T., Friml J. Auxin signaling // Journal of Cell Science. 2006. -V. 119. -P. 1199−1202.

155. Palmer S. J., Berridge D. M., McDonald A. J. S., Davies W. J. Control of leaf expansion in sunflower (Helianthus annuus L.) by nitrogen nutrition // Journal of Experimental Botany. 1996. — V. 47. — P. 359−368.

156. Parry A. D., Griffiths A., Morgan R. Abscisic acid biosynthesis in roots II. The effects of water-stress in wild-type and abscisic-acid-deficient mutant (notabilis) plants of Lycopersicon esculentum Mill // Planta. 1992. — V. 187. -P. 192−197.

157. Perez-Perez J. M. Hormone signalling and root development: an update to the latest Arabidopsis thaliana research // Funct. Plant Biol. 2007. — V. 34. -P. 163−171.

158. Perrin R. M., Young L. -S., Murthy U. M. N., Harrion B. R., Wang Y., Will J. L., Masson P. H. LI-SEN YOUNG, Gravity signal transduction in primary roots. // Ann Bot. -2005. -V. 96. P. 737−743.

159. Pierik R., Sasidharan R., Voesenek L. A. C. J. Growth control by ethylene: adjusting phenotypes to the environment // J. Plant Growth Regul. 2007 — V. 26 -P. 188−200.

160. Pierik R., Tholen D., Poorter H., Visser E. J. W., Voesenek L. A. C. J. The Janus face of ethylene: growth inhibition and stimulation // Trends Plant Sci. -2006. V. 11. — P. 176−183.

161. Pierik R., Visser E. J. W., de Kroon H., Voesenek L. A. C. J. Ethylene is required in tobacco to successfully compete with proximate neighbours // Plant Cell Environ. -2003. -V. 26. P. 1229−1234.

162. Pierik R., Whitelam G. C., Voesenek L. A. C. J., de Kroon H., Visser E. J. W. Canopy studies on ethylene-insensitive tobacco identify ethylene as a novel element in blue light and plant-plant signalling // Plant J. 2004. — V. 38. — P. 310−319.

163. Pilet P. E., Saugy M. Effect on the root growth of endogenous and applied IAA and ABA// Plant Physiology. 1987. — V. 83. — P. 33−38.

164. Potters G., Pasternak T. P., Guisez Y., Jansen M. A. K. Stress-induced morphogenic responses: growing out of trouble? // Trends in Plant Science. 2007. -V. 12. -P. 98−105.

165. Quarrie S. A., Stojanovic J., Pekic S. Improving drought resistance in small-grained cereals: a case study, progress and prospects // Plant Growth Regul. -1999. -V. 29. -P. 1−21.

166. Rampey R. A., LeClere S., Kowalczyk M., Ljung K., Sandberg G., Bartel B. A family of auxin-conjugate hydrolases that contributes to free indole-3-acetic acid levels during Arabidopsis germination // Plant Physiology. 2004. — V. 135. -P. 978−988.

167. Rashotte A. M., Carson S. D. B., To J. P. C., Keiber J. J. Expression profiling of cytokinin action in Arabidopsis II Plant Physiology- 2003 -V. 132. P. 19 982 011.

168. Rayle D. L., Cleland R. E. The acid growth theory of auxin-induced cell elongation is alive and well // Plant Physiology. 1992. — V. 99. — P. 1271 -1274.

169. Redig P., Prinsen E., Schiyvers N., Van Onckelen H. A. Chicken egg yolk antibodies for cytokinin analysis // Plant Growth Regulation. 1996. — V. 15. -P. 19−25

170. Ricci A., Bertoletti C. Urea derivatives on the move: cytokinin-like activity and adventitious rooting enhancement depend on chemical structure // Plant Biology. 2009. — V. 11. — P. 262−272.

171. Ridge I., Osborne D.J. Regulation of peroxidase activity by ethylene in Pisum sativum: requirements for protein and RNA synthesis // Journal of Experimental Botany. 1970. — V. 21. — P. 720−734.

172. Ruttink T., Boot K., Kijne J., Bisseling T., Franssen H. ENOD40 affects elongation growth in tobacco Bright Yellow-2 cells by alteration of ethylene biosynthesis kinetics // J. Exp. Bot. 2006. — V. 57. — P. 3271−3282.

173. Saab I. N., Sachs M. M. A flooding-induced xyloglucan endo-transglycosylase homolog in maize is responsive to ethylene and associated with aerenchyma // Plant Physiol. 1996. — V. 112. — P. 385−391.

174. Sabatini S., Beis D., Wolkenfelt H., Murfett J., Guilfoyle T., Malamy J., Benfey P., Leyser O., Bechtold N., Weisbeek P. et al. An auxindependent distal organizer of pattern and polarity in the Arabidopsis root // Cell. 1999. -V. 99. -P. 463−472.

175. Sakakibara H. Cytokinins: activity, biosynthesis, and translocation // Annual Review of Plant Biology. 2006. — V. 57. — P. 431−449.

176. Sakakibara H. Nirtate specific and cytokinin-mediated nitrogen signaling pathways in plants // J. Plant Research. 2003. — V. 116. — P. 253−257.

177. Salisbury F. J., Hall A., Grierson C. S., Halliday K. J. Phytochrome coordinates Arabidopsis shoot and root development // Plant J. 2007. — V. 50. -P. 429−438.

178. Sauter A., Hartung W. The contribution of internode and mesocotyl tissues to root-to-shoot signalling of abscisic acid // J. Exp. Bot. 2002. — V. 53. — P. 297−302.

179. Schaller G. E., Bleecker A. B. Ethylene-binding sites generated in yeast expressing the Arabidopsis ETR1 gene // Science. 1995. — V. 270. — P. 1809−1811.

180. Shakirova F. M., Avalbaev A. M., Bezrukova M. V., Kudoyarova G. R. Role of endogenous hormonal system in the realization of the antistress action of plant growth regulators on plants // Plant Stress. 2010. — V. 4. — P. 32−38.

181. Sharp R., Le Noble M. ABA, ethylene and the control of shoot and root growth under water stress // J. Exp. Bot. 2002. — V. 53. — R33−37.

182. Silva T., Davies R J. Elongation rates and endogenous indoleacetic acid levels in roots of pea mutants differing in internode length // Physiologia Plantarum. 2007. — V. 129. — P. 804−812.

183. Skoog F., Armstrong D. J. Cytokinins // Ann. Rev. Plant Physiol. 1970. -V. 21. -P. 359−84.

184. Stepanova A. N., Hoyt J. M., Hamilton A. A., Alonso J. M. A link between ethylene and auxin uncovered by the characterization of two root-specific ethylene-insensitive mutants in Arabidopsis II Plant Cell. 2005. — V. 17 — P. 2230−2242.

185. Steudle E. Water uptake by roots: effects of water deficit // J. Exp. Bot. -2000. -V. 51. P. 1531−1542.

186. Szabados L., Savoure A. Proline: a multifunctional amino acid // Trends Plant Sci. -2010. -V. 15. P. 89−97.

187. Takei K., Yamaya T., Sakakibara H. Arabidopsis CYP735A1 and CYP735A2 encode cytokinin hydroxylases that catalyze the biosynthesis of trans-zeatin. // J. Biol. Chem. -2004b-V. 279-P. 41 866−41 872.

188. Tan B. C., Schwartz S. H., Zeevaart J. A. D., Mc Carty R. D. Genetic control of abscisic acid biosynthesis in maize // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1994. — V. 94. -P. 1223 5−12 240.

189. Tanaka H., Dhonukshe P., Brewer P. B., Friml J. Spatiotemporal asymmetric auxin distribution: a means to coordinate plant development // Cellular and Molecular Life Sciences. 2006. — V. 63. — P. 2738−2754.

190. Tardieu F. Plant tolerance to water deficit: physical limits and possibilities for progress // Comptes Rendus Geoscience. 2005. — V. 337. — P. 57−67.

191. Taverner E., D. S. Letham, J. Wang, E. Cornish, D.A. Wilkins. Influence of ethylene and cytokinin metabolism in relation to Petunia corolla senescence // Photochem. 1999. — V. 51. — P. 341 -347.

192. Teale W. D., Paponov I. A., Ditengou F., Palme K. Auxin and the development root of Arabiclopsis thaliana II Physiologia Plantarum. 2005. — V. 123. -P. 130−138.

193. Trapeznikov V. K., Ivanov I. I., Kudoyarova G. R. Effect of heterogeneous distribution of nutrients on root growth, ABA content and drought resistance of wheat plants // Plant and Soil. 2003. -V. 252. — № 2. — P. 207−214.

194. Tucker M. L., Xue P., Yang R. 1-Aminocyclopropane-l-carboxylic acid (ACC) concentration and ACC synthase expression in soybean roots, root tips, and soybean cyst nematode (Heterodera g/yc/"es)-infected roots // J. Exp. Bot. -2010. -V. 61. -P. 463−472.

195. Vandenbussche F, Van Der Straeten D. One for all and all for one: cross-talk of multiple signals controlling the plant phenotype // Journal of Plant Growth Regulation. 2007 — V. 26 — P. 178−187.

196. Van Der Werf A, Nagel O. W. Carbon allocation to shoots and roots in relation to nitrogen supply is mediated by cytokinins and sucrose: Opinion // Plant and Soil.- 1996,-V. 185. P. 21−32.

197. Vysotskaya L. B, Arkhipova T. N, Timergalina L. N, Kudoyarova G. R. Effect of partial root excision on shoot water relations, IAA content and leaf extension in wheat seedlings//J. Plant Physiol. 2003. — V. 160. -P. 1011−1015.

198. Vysotskaya L., Korobova A., Kudoyarova G. Abscisic acid accumulation in the roots of nutrient-limited plants: its impact on the differential growth of roots and shoots // J. Plant Physiology. 2008. — V. 165. — P. 274−1279.

199. Vysotskaya L., Wilkinson S., Davies W. J., Arkhipova T., Kudoyarova G. The effect of competition from neighbours on stomatal conductance in lettuce and tomato plants // Plant, Cell and Environment. 2011. — V. 34. — P. 729−737.

200. Walch-Liu P., Ivanov I. I., Filleur S., Gan Y., Remans T., Forde B. G. Nitrogen Regulation of Root Branching // Annals of Botany. 2006. — V. 97. -P. 875−881.

201. Wang K. L. C., Li H., Ecker J. R. Ethylene biosynthesis and signalling networks // The Plant Cell. 2002. — V. 14. — P. 131−151.

202. Wang P., Song C. P. Guard-cell signalling for hydrogen peroxide and abscisic acid // New Phytologist. 2008. — V. 178. — P. 703−718.

203. Went F. W., Thimman K. V. Phytohormones. New York: Macmillan, 1937. 208 p.

204. Werner T., Schmulling T. Cytokinin action in plant development //Curr. Opin. Plant Biol. 2009. — V. 12. — P. 527−538.

205. Whipps J. M. Microbial interactions and biocontrol in the rhizosphere // J. Exp. Bot. 2001. — V. 52. — P. 487−511.

206. Wi S. J., Ji N. R., Young Park K. Y. Synergistic biosynthesis of biphasic ethylene and reactive oxygen species in response to hemibiotrophic phytophthora parasitica in tobacco plants // Plant Physiology. 2012. — V. 159. — P. 251−265.

207. Wilkinson S., Davies W. J. Drought, ozone, ABA and ethylene: new insights from cell to plant to community // Plant, Cell & Environment. 2010. — V. 33. -P. 510−525.

208. Wilkinson S., Davies W. J. Manipulation of the apoplastic pH of intact plants mimics stomatal and growth responses to water availability and microclimatic variation // J. Exp. Bot. 2008. — V. 59. — P. 619−631.

209. Wilkinson S., Kudoyarova G. R., Veselov D. S., Arkhipova T. N., Davies W. J. Plant hormone interactions: innovative targets for crop breeding and management // Journal of Experimental Botany. 2012 — V. 63. — P. 3499−3509.

210. Wittenmayer L., Merbach W. Plant responses to drought and phosphorus deficiency: contribution of phytohormones in rootrelated processes // J. Plant Nutr. Soil Sci. 2005. — V. 168. -P. 531−540.

211. Woodward A. W., Bartel B. Auxin: regulation, action, and interaction. Annals of Botany. 2005. — V. 95. — P. 707−735.

212. Wright S.T.C., Hiron R.W.P. (+)-Abscisic acid, the growth inhibitor induced in detached wheat leaves by a period of wilting // Nature. 1969. — V. 224. -P. 719−720.

213. Yamaguchi M., Sharp R. Complexity and coordination of root growth at low water potentials: recent advances from transcriptomic and proteomic analyses // Plant, Cell and Environment. 2010. — V. 33. — P. 590−603.

214. Yamamoto Y., Kamiya N., Morinaka Y., Matsuoka M., Sazuka T. Auxin biosynthesis by the YUCCA genes in rice // Plant Physiol. 2007. — V. 143. -P. 1362−1371.

215. Yan J., Tsuichihara N., Etoh T., Iwai S. Reactive oxygen species and nitric oxide are involved in ABA inhibition of stomatal opening // Plant, Cell and Environment. 2007. — V. 30. — P. 1320−1325.

216. Yeh C. -M., Chien P. -S., Huang H. -J. Distinct signalling pathways for induction of MAP kinase activities by cadmium and copper in rice roots // Journal of Experimental Botany. 2007. — V. 58. — P. 659−671.

217. Zabadal T. J. A water potential threshold for the increase of abscisic acid in leaves // Plant Physiol. 1974. — V. 53. — P. 125−7.

218. Zhao D., Reddy K.R., Kakani V.G., Reddy V.R. Nitrogen deficiency effects on plant growth, leaf photosynthesis, and hyperspectral reflectance properties of sorghum // Eur. J. Agron. 2005. — V. 22. — P. 391−403.

Заполнить форму текущей работой